Роль активных форм кислорода в регуляции тонуса артерий дыхательной и локомоторной мышц крысы

Продукция активных форм кислорода (АФК) в клетках скелетных мышц повышается при сокращении. Дыхательные и локомоторные мышцы отличаются режимами сокращения, поэтому продукция АФК и их влияние на сосуды в этих функционально разных типах мышц могут различаться. Целью работы было оценить роль АФК в регуляции тонуса артерии диафрагмы (a. phrenica) и глубокой артерии плеча (a. profunda brachii) крысы. Реакции кольцевых препаратов артерий исследовали в изометрическом режиме. Ингибитор NADPH-оксидаз (NOX) VAS2870 вызывал расслабление препаратов, величина реакции артерий диафрагмы была больше, чем артерий плеча: при концентрации VAS2870 1 мкМ сила сокращения снижалась до 33% и 91% от уровня предсокращения соответственно. Тирон («ловушка» O2. -) обладал сходным профилем активности: в концентрации 10 мМ он вызывал снижение силы сокращения артерий диафрагмы до 38%, а артерий плеча — до 66% от исходной силы сокращения. Каталаза, разрушающая H2O2, в концентрации 3000 Ед/мл не влияла на сокращение артерий диафрагмы, но увеличивала сокращение глубоких артерий плеча. Методом количественной полимеразной цепной реакции показано, что содержание мРНК изоформ NOX, p22phox, p47phox, p67phox, Poldip2, Gpx-1, SOD-1 и каталазы в ткани двух артерий не различается, тогда как содержание мРНК SOD-3 в артериях диафрагмы ниже, чем в артериях плеча. Таким образом, продуцируемый NOX O2. - сильнее увеличивает тоническое сокращение артерий диафрагмы, чем артерий локомоторной мышцы. H2O2, напротив, вызывает расслабление артерий локомоторной мышцы, но не артерий диафрагмы. Одной из причин выраженного влияния O2. - в артериях диафрагмы может быть сравнительно низкий уровень экспрессии SOD-3. 

1. Aldosari S., Awad M., Harrington E.O., Sellke F.W., Abid M.R. Subcellular reactive oxygen species (ROS) in cardiovascular pathophysiology // Antioxidants (Basel). 2018. Vol. 7. N 1: 14.

2. Tejero J., Shiva S., Gladwin M.T. Sources of vascular nitric oxide and reactive oxygen species and their regulation // Physiol. Rev. 2019. Vol. 99. N 1. P. 311–379.

3. Knock G.A. NADPH oxidase in the vasculature: Expression, regulation and signalling pathways; role in normal cardiovascular physiology and its dysregulation in hypertension // Free Radic. Biol. Med. 2019. Vol. 145. P. 385–427.

4. Lassègue B., Martín A., Griendling K.K. Biochemistry, physiology, and pathophysiology of NADPH oxidases in the cardiovascular system // Circ. Res. 2012. Vol. 110. N 10. P. 1364–1390.

5. Wang Y., Branicky R., Noë A., Hekimi S. Superoxide dismutases: Dual roles in controlling ROS damage and regulating ROS signaling // J. Cell Biol. 2018. Vol. 217. N 6. P. 1915–1928.

6. Powers S.K., Radak Z., Ji L.L. Exercise-induced oxidative stress: past, present and future // J. Physiol. 2016. Vol. 594. N 18. P. 5081–5092.

7. Chatterjee S., Fisher A.B. Mechanotransduction in the endothelium: role of membrane proteins and reactive oxygen species in sensing, transduction, and transmission of the signal with altered blood flow // Antioxid. Redox Signal. 2014. Vol. 20. N 6. P. 899–913.

8. Hussain S.N. Regulation of ventilatory muscle blood flow // J. Appl. Physiol. 1996. Vol. 81. N 4. P. 1455–1468.

9. Polla B., D’Antona G., Bottinelli R., Reggiani C. Respiratory muscle fibres: specialisation and plasticity // Thorax. 2004. Vol. 59. N 9. P. 808–817.

10. Borzykh A.A., Vinogradova O.L., Tarasova O.S. Diaphragm: The relationship between blood supply regulation and characteristics of the contractile function // Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2020. Vol. 75. N 2. P. 41–49.

11. Tarasova O.S., Kalenchuk V.U., Borzykh A.A., Andreev-Andrievsky A.A, Buravkov S.V., Sharova A.P., Vinogradova O.L. A comparative analysis of the vasomotor responses and innervation of small arteries in rat locomotor and respiratory muscles // Biophysics. 2008. Vol. 53. N 6. P. 621–625.

12. Mulvany M.J., Halpern W. Contractile properties of small arterial resistance vessels in spontaneously hypertensive and normotensive rats // Circ. Res. 1977. Vol. 41. N 1. P. 19–26.

13. Altenhöfer S., Kleikers P.W.M., Radermacher K.A., Scheurer P., Hermans J.J.R., Schiffers P., Ho H., Wingler K., Schmidt H.H.H.W. The NOX toolbox: validating the role of NADPH oxidases in physiology and disease // Cell Mol. Life Sci. 2012. Vol. 69. N 14. P. 2327–2343.

14. Taiwo F.A. Mechanism of tiron as scavenger of superoxide ions and free electrons // Spectroscopy. 2008. Vol. 22. N 6. P. 491–498.

15. Borzykh A.A., Andreev-Andrievskiy A.A., Kalenchuk V.U., Mochalov S.V., Buravkov S.V., Kuzmin I.V., Borovik A.S., Vinogradova O.L., Tarasova O.S. Strategies of adaptation of small arteries in diaphragm and gastrocnemius muscle to aerobic exercise training // Hum. Physiol. 2017. Vol. 43. N 4. P. 437–445.

16. Braun D., Zollbrecht C., Dietze S., Schubert R., Golz S., Summer H., Persson P.B., Carlström M., Ludwig M., Patzak A. Hypoxia/reoxygenation of rat renal arteries impairs vasorelaxation via modulation of endotheliumindependent sGC/cGMP/PKG signaling // Front. Physiol. 2018. Vol. 9: 480.

17. Li H., Wang Y., Feng D., Liu Y., Xu M., Gao A., Tian F., Zhang L., Cui Y., Wang Z., Chen G. Alterations in the time course of expression of the Nox family in the brain in a rat experimental cerebral ischemia and reperfusion model: effects of melatonin // J. Pineal. Res. 2014. Vol. 57. N 1. P. 110–119.

18. Chen X., Qi L., Fan X., Tao H., Zhang M., Gao Q., Liu Y., Xu T., Zhang P., Su H., Tang J., Xu Z. Prenatal hypoxia affected endothelium-dependent vasodilation in mesenteric arteries of aged offspring via increased oxidative stress // Hypertens. Res. 2019. Vol. 42. N 6. P. 863–875.

19. Lima T.I., Monteiro I.C., Valença S., LealCardoso J.H., Fortunato R.S., Carvalho D.P., Teodoro B.G., Ceccatto V.M. Effect of exercise training on liver antioxidant enzymes in STZ-diabetic rats // Life Sci. 2015. Vol. 128. P. 64–71.

20. Lyle A.N., Deshpande N.N., Taniyama Y., SeidelRogol B., Pounkova L., Du P., Papaharalambus C., Lassègue B., Griendling K.K. Poldip2, a novel regulator of Nox4 and cytoskeletal integrity in vascular smooth muscle cells // Circ. Res. 2009. Vol. 105. N 3. P. 249–259.

21. Knock G.A., Snetkov V.A., Shaifta Y., Connolly M., Drndarski S., Noah A., Pourmahram G.E., Becker S., Aaronson P.I., Ward J.P.T. Superoxide constricts rat pulmonary arteries via Rho-kinase-mediated Ca2+ sensitization // Free Radic. Biol. Med. 2009. Vol. 46. N 5. P. 633–642.

22. Lai E.Y., Wellstein A., Welch W.J., Wilcox C.S. Superoxide modulates myogenic contractions of mouse afferent arterioles // Hypertension. 2011. Vol. 58. N. 4. P. 650–656.

23. Tsai M-H., Jiang M.J. Reactive oxygen species are involved in regulating alpha1-adrenoceptor-activated vascular smooth muscle contraction // J. Biomed. Sci. 2010. Vol. 17. N 1: 67.

24. Bleeke T., Zhang H., Madamanchi N., Patterson C., Faber J.E. Catecholamine-induced vascular wall growth is dependent on generation of reactive oxygen species // Circ. Res. 2004. Vol. 94. N 1. P. 37–45.

25. Shimokawa H., Yasutake H., Fujii K., Owada M.K., Nakaike R., Fukumoto Y., Takayanagi T., Nagao T., Egashira K., Fujishima M., Takeshita A. The importance of the hyperpolarizing mechanism increases as the vessel size decreases in endothelium-dependent relaxations in rat mesenteric circulation // J. Cardiovasc. Pharmacol. 1996. Vol. 28. N 5. P. 703–711.

26. Garland C.J., Plane F., Kemp B.K., Cocks T.M. Endothelium-dependent hyperpolarization: a role in the control of vascular tone // Trends Pharmacol. Sci. 1995. Vol. 16. N 1. P. 23–30.

27. Kuzkaya N., Weissmann N., Harrison D.G., Dikalov S. Interactions of peroxynitrite, tetrahydrobiopterin, ascorbic acid, and thiols: implications for uncoupling endothelial nitric-oxide synthase // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. N 25. P. 22546–22554.

28. Shimokawa H. Reactive oxygen species in cardiovascular health and disease: special references to nitric oxide, hydrogen peroxide, and Rho-kinase // J. Clin. Biochem. Nutr. 2020. Vol. 66. N 2. P. 83–91.

29. Knock G.A. NADPH oxidase in the vasculature: Expression, regulation and signalling pathways; role in normal cardiovascular physiology and its dysregulation in hypertension // Free Radic. Biol. Med. 2019. Vol. 145. P. 385–427.

30. Montezano A.C., Touyz R.M. Reactive oxygen species and the cardiovascular system. Series: Integrated systems physiology. Glasgow: Morgan & Claypool, 2012. 102 pp.

31. Vogel P.A., Yang X., Moss N.G., Arendshorst W.J. Superoxide enhances Ca2+ entry through L-type channels in the renal afferent arteriole // Hypertension. 2015. Vol. 66. N 2. P. 374–381.

32. Jin L., Ying Z., Webb R.C. Activation of Rho/Rho kinase signaling pathway by reactive oxygen species in rat aorta // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2004. Vol. 287. N 4. P. H1495–H1500.

33. Somlyo A.P., Somlyo A.V. Ca2+ sensitivity of smooth muscle and nonmuscle myosin II: modulated by G proteins, kinases, and myosin phosphatase // Physiol. Rev. 2003. Vol. 83. N 4. P. 1325–1358.