Влияние линкерной ДНК на структуру нуклеосом по данным флуоресцентной микроскопии одиночных частиц

Мононуклеосомы, собранные на ДНК-матрицах различной длины, содержащих нуклеосом-позиционирующую последовательность, широко применяются в молекулярнобиологических исследованиях, но их структурные особенности требуют детального изучения. Методом флуоресцентной микроскопии одиночных частиц на основе Ферстеровского резонансного переноса энергии проведено сравнительное исследование структуры нуклеосом с двумя линкерными участками ДНК длиной по 20 п.н. (2LN) и корнуклеосом без линкеров (CN) в растворах, содержащих 150 мМ KCl, 5 мМ MgCl2 (или без MgCl2), а также в растворах с повышенной ионной силой (0,5 и 0,7 М KCl). Обнаружено, что эти нуклеосомы присутствуют в виде двух доминирующих субпопуляций, отличающихся по укладке ДНК на октамере гистонов. Установлено, что CN и 2LN различаются по соотношению этих субпопуляций и отличия возрастают в присутствии ионов Mg2+. При повышении ионной силы происходят конформационные перестройки в коровой области нуклеосом, характер которых отличается у 2LN и СN при 0,5 М KCl, но становится сходным при 0,7 М KCl. Полученные данные указывают на то, что, несмотря на похожие конформации, характерные для 2LN и CN, одни и те же факторы могут оказывать различное влияние на структуру этих нуклеосом. Это необходимо учитывать в том числе и при изучении взаимодействия мононуклеосом с различными ядерными белками in vitro.

1. Zhou K., Gaullier G., Luger K. Nucleosome structure and dynamics are coming of age // Nat. Struct. Mol. Biol. 2019. Vol. 26. N 1. P. 3–13.

2. Gaykalova D.A., Kulaeva O.I., Bondarenko V.A., Studitsky V.M. Preparation and analysis of uniquely positioned mononucleosomes // Methods in Molecular Biology, vol. 523 / Eds. S. Chellappan. N.Y.: Humana press, 2009. P. 109–123.

3. Mizuguchi G., Shen X., Landry J., Wu W.H., Sen S., Wu C. ATP-driven exchange of histone H2AZ variant catalyzed by SWR1 chromatin remodeling complex // Science. 2004. Vol. 303. N 5656. P. 343–348.

4. Valieva M.E., Armeev G.A., Kudryashova K.S., Gerasimova N.S., Shaytan A.K., Kulaeva O.I., McCullough L.L., Formosa T., Georgiev P.G., Kirpichnikov M.P., Studitsky V.M., Feofanov A.V. Large-scale ATP-independent nucleosome unfolding by a histone chaperone // Nat. Struct. Mol. Biol. 2016. Vol. 23. N 12. P. 1111–1116.

5. Gaykalova D.A., Kulaeva O.I., Volokh O., Shaytan A.K., Hsieh F.K., Kirpichnikov M.P., Sokolova O.S., Studitsky V.M. Structural analysis of nucleosomal barrier to transcription // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2015. Vol. 112. N 43. P. 5787–5795.

6. Kim J., Wei S., Lee J., Yue H., Lee T.H. Singlemolecule observation reveals spontaneous protein dynamics in the nucleosome // J. Phys. Chem. B. 2016. Vol. 120. N 34. P. 8925–8931.

7. Chen Y., Tokuda J.M., Topping T., Sutton J.L., Meisburger S.P., Pabit S.A., Gloss L.M. Pollack L. Revealing transient structures of nucleosomes as DNA unwinds // Nucleic Acids Res. 2014. Vol. 42. N 13. P. 8767–8776.

8. Huang Y.C., Su C.J., Korolev N., Berezhnoy N.V., Wang S., Soman A., Chen C.Y., Chen H.L., Jeng U.S., Nordenskiöld L. The effect of linker DNA on the structure and interaction of nucleosome core particles // Soft Matter. 2018. Vol. 14. N 45. P. 9096–9106.

9. Andreeva T., Maluchenko N., Chertkov O., Studitsky V., Feofanov A., Kirpichnikov M. Length of DNA linker affects nucleosomal DNA structure // Microsc. Microanal. 2020. Vol. 26. Suppl. S2. P. 1390–1392.

10. Clark N.J., Kramer M., Muthurajan U.M., Luger K. Alternative modes of binding of poly(ADP-ribose) polymerase 1 to free DNA and nucleosomes // J. Biol. Chem. 2012. Vol. 287. N 39. P. 32430–32439.

11. White A.E., Hieb A.R., Luger K. A quantitative investigation of linker histone interactions with nucleosomes and chromatin // Sci. Rep. 2016. Vol. 6: 19122.

12. d’Erme M., Yang G., Sheagly E., Palitti F., Bustamante C. Effect of poly(ADP-ribosyl)ation and Mg2+ ions on chromatin structure revealed by scanning force microscopy // Biochemistry. 2001. Vol. 40. N 37. P. 10947–10955.

13. Schwarz P.M., Hansen J.C. Formation and stability of higher order chromatin structures. Contributions of the histone octamer // J. Biol. Chem. 1994. N 269. N 23. P. 16284–16289.

14. Guéroult M., Boittin O., Mauffret O., Etchebest C., Hartmann B. Mg2+ in the major groove modulates B-DNA structure and dynamics // PLoS One. 2012. Vol. 7. N 7: e41704.

15. Armeev G.A., Gribkova A.K., Pospelova I., Komarova G.A., Shaytan A.K. Linking chromatin composition and structural dynamics at the nucleosome level // Curr. Opin. Struct. Biol. 2019. Vol. 56. P. 46–55.

16. Lai W.K.M., Pugh B.F. Understanding nucleosome dynamics and their links to gene expression and DNA replication // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2017. Vol. 18. N 9. P. 548–562.

17. Shi X., Prasanna C., Nagashima T., Yamazaki T., Pervushin K., Nordenskiöld L. Structure and dynamics in the nucleosome revealed by solid-state NMR // Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2018. Vol. 130. N 31. P. 9882–9886.

18. Kudryashova K.S., Chertkov O.V., Nikitin D.V., Pestov N.A., Kulaeva O.I., Efremenko A.V., Solonin A.S., Kirpichnikov M.P., Studitsky V.M., Feofanov A.V. Preparation of mononucleosomal templates for analysis of transcription with RNA polymerase using spFRET // Methods in Molecular Biology, vol. 1288 / Eds. S. Chellappan. N.Y.: Humana press, 2015. P. 395–412.

19. Feofanov A.V., Andreeva T.V., Studitsky V.M., Kirpichnikov M.P. Reversibility of structural rearrangements in mononucleosomes induced by ionic strength // Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2018. Vol. 73. N 3. P. 157–161.

20. Buning R., Van Noort J. Single-pair FRET experiments on nucleosome conformational dynamics // Biochimie. 2010. Vol. 92. N 12. P. 1729–1740.

21. Robbins T.J., Ziebarth J.D., Wang Y. Comparison of monovalent and divalent ion distributions around a DNA duplex with molecular dynamics simulation and a PoissonBoltzmann approach // Biopolymers. 2014. Vol. 101. N 8. P. 834–848.

22. Böhm V., Hieb A.R., Andrews A.J., Gansen A., Rocker A., Tóth K., Luger K., Langowski J. Nucleosome accessibility governed by the dimer/tetramer interface // Nucleic Acids Res. 2011. Vol. 39. N 1. P. 3093–3102.

23. Chen Y., Tokuda J.M., Topping T., Meisburger S.P., Pabit S.A., Gloss L.M., Pollack L. Asymmetric unwrapping of nucleosomal DNA propagates asymmetric opening and dissociation of the histone core // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2017. Vol. 114. N 2. P. 334–339.