Фотосенсорные и сигнальные свойства криптохромов

Белковые сенсоры синего света криптохромы составляют обширный класс фоторецепторов, которые регулируют процессы развития у растений и циркадные ритмы у животных и растений. Также эти фоторецепторы могут функционировать как магниторецепторы. В последнее время у нескольких фотосинтезирующих водорослей открыты и охарактеризованы криптохромы, которые могут действовать не только как регуляторные фоторецепторы, но и как фотолиазы, катализирующие репарацию повреждений ДНК ультрафиолетовым излучением. Все криптохромные белки связывают в качестве хромофора флавинадениндинуклеотид (ФАД) в гомологичном фотолиазе домене (photolyase homology region, PHR). Кроме того, они содержат C-концевое удлинение (cryptochrome C-terminal extension, CCE), которое присоединено к PHR вблизи ФАД-связывающего сайта. Хромофор ответственен за фотосенсорные свойства криптохромов, а CCE-домен необходим для их сигнальной активности. Фотосенсорные процессы инициируются фотохимическими превращениями ФАД, включающими перенос электрона/протона и формирование редокс-форм. Эти реакции приводят к изменениям в хромофор-белковых взаимодействиях. Возникающие конформационные переходы в структуре белка составляют молекулярную основу сигнальной активности криптохромов в живых системах. У криптохромов растений белок с фотовосстановленным ФАД подвергается конформационному изменению, вызывающему разобщение PHR-домена и CCE, что сопровождается образованием функционально активных димеров/тетрамеров криптохромных молекул. Фотоолигомеризация рассматривается как ключевой процесс, необходимый для сигнальной активности криптохромов, поскольку олигомеры обеспечивают формирование их комплексов с разнообразными белками – компонентами сигнальных путей фоторецепторов. Взаимодействия «криптохром–белок» в таких комплексах изменяют активность сигнальных белков, что приводит к изменению экспрессии генов и фотоморфогенезу. В обзоре обсуждаются современные представления о фотосенсорных и сигнальных свойствах криптохромов.

1. Fraikin G.Ya., Strakhovskaya M.G., Rubin A.B. Biological photoreceptors of light-dependent regulatory processes // Biochemistry (Mosc.). 2013. Vol. 78. N 11. P. 1238–1253.

2. Losi A., Gartner W. The evolution of flavin-binding photoreceptors: an ancient chromophore serving trendy bluelight sensors // Annu. Rev. Plant Biol. 2012. Vol. 63. P. 49–72.

3. Schwinn K., Ferre N., Huix-Rotllant M. UV-visible absorption spectrum of FAD and its reduced forms embedded in a cryptochrome protein // Phys. Chem. Chem. Phys. 2020. Vol. 22. N 22. P. 12447–12455.

4. Liu B., Liu H., Zhong D., Lin C. Searching for a photocycle of the cryptochrome photoreceptors // Curr. Opin. Plant Biol. 2010. Vol. 13. N 5. P. 578–586.

5. Chaves I., Pokorny R., Byrdin M., Hoang N., Ritz T., Brettel K., Essen L.-O., van der Horst G.T., Batschauer A., Ahmad M. The cryptochromes: blue light photoreceptors in plants and animals // Annu. Rev. Plant Biol. 2011. Vol. 62. P. 335–364.

6. Dasgupta A., Fuller K.K., Dunlap J.C., Loros J.J. Seeing the world differently: variability in the photosensory mechanisms of two model fungi // Environ. Microbiol. 2016. Vol. 18. N 1. P. 5–20.

7. Ozturk N. Phylogenetic and functional classification of the photolyase/cryptochrome family // Photochem. Photobiol. 2017. Vol. 93. N 1. P. 104–111.

8. Zhang M., Wang L., Zhong D. Photolyase: dynamics and electron-transfer mechanisms of DNA repair // Arch. Biochem. Biophys. 2017. Vol. 632. P. 158–174.

9. Vechtomova Y.L., Telegina T.A., Kritsky M.S. Evolution of proteins of the DNA photolyase/cryptochrome family // Biochemistry (Mosc.). 2020. Vol. 85. N 1. P. 131–153.

10. Konig S., Juhas M., Jager S., Kottke T., Buchel C. The cryptochrome-photolyase protein family in diatoms // J. Plant Physiol. 2017. Vol. 217. N 1. P. 15–19.

11. Kottke T., Oldemeyer S., Wenzel S., Zou Y., Mittag M. Cryptochrome photoreceptors in green algae: unexpected versatility of mechanisms and functions // J. Plant Physiol. 2017. Vol. 217. N 1. P. 4–14.

12. Michael A.K., Fribourgh J.L., Van Gelder R.N., Partch C.L. Animal cryptochromes: divergent roles in light perception, circadian timekeeping and beyond // Photochem. Photobiol. 2017. Vol. 93. N 1. P. 128–140.

13. Oldemeyer S., Franz S., Wenzel S., Essen L.-O., Mittag M., Kottke T. Essential role of an unusual long-lived tyrosil radical in the response to red light of the animal-like cryptochrome aCRY // J. Biol. Chem. 2016. Vol. 291. N 27. P. 14062–14071.

14. Paulus B., Bajzath C., Melin F., Heidinger L., Kromm V., Herkersdorf C., Benz U., Mann L., Stehle P., Hellwig P., Weber S., Schleicher E. Spectroscopic characterization of radicals and radical pairs in fruit fly cryptochrome – protonated and nonprotonated flavin radical-states // FEBS J. 2015. Vol. 282. N 16. P. 3175–3189.

15. Zoltowski B.D. Resolving cryptic aspects of cryptochrome signaling // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2015. Vol. 112. N 29. P. 8811–8812.

16. Wang Q., Zuo Z., Wang X., Liu Q., Gu L., Oka Y., Lin C. Beyond the photocycle – how cryptochromes regulate photoresponses in plants // Curr. Opin. Plant Biol. 2018. Vol. 45. Pt. A. P. 120–126.

17. Zoltowski B.D., Vaidya A.T., Top D., Widom J., Young M.W., Crane B.R. Structure of full-length Drosophila cryptochrome // Nature. 2011. Vol. 480. N 7377. P. 396–399.

18. Franz S., Ignatz E., Wenzel S., Zielosko H., Putu E., Maestre-Reyna M., Tsai M.-D., Yamomoto J., Mittag M., Essen L.-O. Structure of the bifunctional cryptochrome aCRY from Chlamydomonas reinhardtii // Nucleic Acids Res. 2018. Vol. 46. N 15. P. 8010–8022.

19. Ahmad M. Photocycle and signaling mechanisms of plant cryptochromes // Curr. Opin. Plant Biol. 2016. Vol. 33. P. 108–115.

20. Hense A., Herman E., Oldemeyer S., Kottke T. Proton transfer to flavin stabilizes the signaling state of the blue light receptor plant cryptochrome // J. Biol. Chem. 2015. Vol. 290. N 3. P. 1743–1751.

21. Lacombat F., Espagne A., Dozova N., Plaza P., Muller P., Brettel K., Franz-Badur S., Essen L.-O. Ultrafast oxidation of a tyrosine by proton-coupled electron transfer promotes light activation of an animal-like cryptochrome // J. Am. Chem. Soc. 2019. Vol. 141. N 34. P. 13394–13409.

22. Oldemeyer S., Haddat A.Z., Fleming G.R. Interconnection of the antenna pigment 8-HDF and flavin facilitates red-light reception in bifunctional animal-like cryptochrome // Biochemistry. 2020. Vol. 59. N 4. P. 594–604.

23. Thoing C., Oldemeyer S., Kottke T. Microsecond deprotonation of aspartic acid and response of the α/β subdomain precede C-terminal signaling in the blue light sensor plant cryptochrome // J. Am. Chem. Soc. 2015. Vol. 137. N 18. P. 5990–5999.

24. Herbel V., Orth C., Wenzel R., Ahmad M., Bittl R., Batschauer A. Lifetimes of Arabidopsis cryptochrome signaling states in vivo // Plant J. 2013. Vol. 74. N 4. P. 583–592.

25. Muller P., Ahmad M. Light-activated cryptochrome reacts with molecular oxygen to form a flavin-superoxide radical pair consistent with magnetoreception // J. Biol. Chem. 2011. Vol. 286. N 24. P. 21033–21040.

26. Wang Q., Lin C. A structural view of plant CRY2 photoactivation and inactivation // Nat. Struct. Mol. Biol. 2020. Vol. 27. N 5. P. 401–403.

27. Gao J., Wang X., Zhang M., Bian M., Deng W., Zuo Z., Yang Z., Zhong D., Lin C. Trp triad-dependent rapid photoreduction is not required for the function of Arabidopsis CRY1 // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2015. Vol. 112. N 29. P. 9135–9140.

28. Liu H., Su T., He W., Wang G., Lin C. The universally conserved residues are not universally required for stable protein expression or functions of cryptochromes // Mol. Biol. Evol. 2019. Vol. 37. N 2. P. 327–340.

29. Shao K., Zhang X., Li X., Hao Y., Huang X., Ma M., Zhang M., Yu F., Liu H., Zhang P. The oligomeric structures of plant cryptochromes // Nat. Struct. Mol. Biol. 2020. Vol. 27. N 5. P. 480–488.

30. Ma L., Wang X., Guan Z., Wang L., Wang Y., Zheng L., Gong Z., Shen C., Wang J., Zhang D., Liu Z., Yin P. Structural insight into BIC-mediated inactivation of Arabidopsis cryptochrome 2 // Nat. Struct. Mol. Biol. 2020. Vol. 27. N 5. P. 472–479.

31. Zoltowski B.D., Chelliah Y., Wickramaratne A., Jarecha L., Karki N., Xu W., Mouritsen H., Hore P.J., Hibbs R.E., Green C.B., Takahashi J.S. Chemical and structural analysis of a photoactive vertebrate cryptochrome from pigeon // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2019. Vol. 116. N 39. P. 19449–19457.

32. Hore P.J., Mouritsen H. The radical-pair mechanisms of magnetoreception // Annu. Rev. Biophys. 2016. Vol. 4. P. 299–344.

33. Pooam M., Arthaut L.-D., Burdick D., Link J., Martino C.F., Ahmad M. Magnetic sensitivity mediated by the Arabidopsis blue-light receptor cryptochrome occurs during flavin reoxidation in the dark // Planta. 2019. Vol. 249. N 2. P. 319–332.