Роль изоформ протеинкиназы С в образовании нейтрофильных внеклеточных ловушек

Нейтрофилы высвобождают деконденсированный ядерный хроматин, или нейтрофильные внеклеточные ловушки (NET, от Neutrophil Extracellular Trap) в ответ на большое количество разнообразных физиологических и фармакологических стимулов. Однако, кроме защиты хозяина от инфекции, NET играют важную роль в патогенезе различных аутоиммунных, воспалительных и злокачественных заболеваний. В этой связи понимание молекулярных механизмов образования NET, ведущее, как правило, к гибели нейтрофилов (НЕТоз), крайне важно для обеспечения контроля последствий аберрантного или избыточного выброса хроматина. Протеинкиназа C (PKC, protein kinase C) представляет собой серин/треониновую киназу, которая участвует в разнообразных функциях нейтрофилов, однако ее участие в НЕТозе изучено недостаточно. Поскольку у нейтрофилов человека описано пять изоформ РКС (α, βI, βII, δ и ζ), в нашей работе был изучен их вклад в НЕТоз и окислительный взрыв с использованием ингибиторного анализа. Используя специфические ингибиторы изоформ PKC, мы показали, что PKCβ, PKCδ и PKCζ участвуют в окислительном взрыве и НЕТозе, индуцированном кальциевым ионофором A23187, тогда как PKCβ участвует в окислительном взрыве и НЕТозе при активации клеток миметиком диацилглицерола форбол-12-миристат-13-ацетатом.

1. Takei H., Araki A., Watanabe H., Ichinose A., Sendo F. Rapid killing of human neutrophils by the potent activator phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA) accompanied by changes different from typical apoptosis or necrosis // J. Leukoc. Biol. 1996. Vol. 59. N 2. P. 229–240.

2. Brinkmann V., Reichard U., Goosmann C., Fauler B., Uhlemann Y., Weiss D.S., Weinrauch Y., Zychlinsky A. Neutrophil extracellular traps kill bacteria // Science. 2004. Vol. 303. N 5663. P. 1532–1535.

3. Fuchs T.A., Abed U., Goosmann C., Hurwitz R., Schulze I., Wahn V., Weinrauch Y., Brinkmann V., Zychlinsky A. Novel cell death program leads to neutrophil extracellular traps // J. Cell. Biol. 2007. Vol. 176. N 2. P. 231–241.

4. Steinberg B.E., Grinstein S. Unconventional roles of the NADPH oxidase: signaling, ion homeostasis, and cell death // Sci. STKE. 2007. Vol. 2007. N 379: pe11.

5. Vorobjeva N.V., Pinegin B.V. Neutrophil extracellular traps: mechanisms of formation and role in health and disease // Biochemistry (Mosc). 2014. Vol. 79. N 12. P. 1286–1296.

6. Pinegin B., Vorobjeva N., Pinegin V. Neutrophil extracellular traps and their role in the development of chronic inflammation and autoimmunity // Autoimmun. Rev. 2015. Vol. 14. N 7. P. 633–640.

7. Vorobjeva N.V., Chernyak B.V. NETosis: molecular mechanisms, role in physiology and pathology // Biochemistry (Mosc). 2020. Vol. 85. N 10. P. 1178–1190.

8. Vorobjeva N.V. Neutrophil extracellular traps: new aspects // Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2020. Vol. 75. N 4. P. 173–188.

9. Metzler K.D., Goosmann C., Lubojemska A., Zychlinsky A., Papayannopoulos V. A myeloperoxidasecontaining complex regulates neutrophil elastase release and actin dynamics during NETosis // Cell. Rep. 2014. Vol. 8. N 3. P. 883–896.

10. Garcia-Romo G.S., Caielli S., Vega B., Connolly J., Allantaz F., Xu Z., Punaro M., Baisch J., Guiducci C., Coffman R.L., Barrat F.J., Banchereau J., Pascual V. Netting neutrophils are major inducers of type I IFN production in pediatric systemic lupus erythematosus // Sci. Transl. Med. 2011. Vol. 3. N 73: 73ra20.

11. Keshari R.S., Jyoti A., Dubey M., Kothari N., Kohli M., Bogra J., Barthwal M.K., Dikshit M. Cytokines induced neutrophil extracellular traps formation: implication for the inflammatory disease condition // PLoS One. 2012. Vol. 7. N 10: e48111.

12. Rada B. Neutrophil extracellular traps and microcrystals // J. Immunol. Res. 2017. Vol. 2017: 2896380.

13. Kenny E.F., Herzig A., Krüger R., Muth A., Mondal S., Thompson P.R., Brinkmann V., Bernuth H.V., Zychlinsky A. Diverse stimuli engage different neutrophil extracellular trap pathways // Elife. 2017. Vol. 6: e24437.

14. Babior B.M. NADPH oxidase // Curr. Opin. Immunol. 2004. Vol. 16. N 1. P. 42–47.

15. Steinberg S.F. Mechanisms for redox-regulation of protein kinase C // Front. Pharmacol. 2015. Vol. 6: 128.

16. Korchak H.M., Kilpatrick L.E. Roles for beta IIprotein kinase C and RACK1 in positive and negative signaling for superoxide anion generation in differentiated HL60 cells // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276. N 12. P. 8910–8917.

17. Waki K., Inanami O., Yamamori T., Nagahata H., Kuwabara M. Involvement of protein kinase Cdelta in the activation of NADPH oxidase and the phagocytosis of neutrophils // Free Radic. Res. 2006. Vol. 40. N 4. P. 359–367.

18. Bertram A., Ley K. Protein kinase C isoforms in neutrophil adhesion and activation // Arch. Immunol. Ther. Exp. (Warsz.). 2011. Vol. 59. N 2. P. 79–87.

19. Vorobjeva N., Prikhodko A., Galkin I., Pletjushkina O., Zinovkin R., Sud’ina G., Chernyak B., Pinegin B. Mitochondrial reactive oxygen species are involved in chemoattractant-induced oxidative burst and degranulation of human neutrophils in vitro // Eur. J. Cell. Biol. 2017. Vol. 96. N 3. P. 254–265.

20. Vorobjeva N.V., Pinegin B.V. Effects of the antioxidants Trolox, Tiron and Tempol on neutrophil extracellular trap formation // Immunobiology. 2016. Vol. 221. N 2. P. 208–219.

21. Neeli I., Radic M. Opposition between PKC isoforms regulates histone deimination and neutrophil extracellular chromatin release // Front. Immunol. 2013. Vol. 4: 38.

22. Gray R.D., Lucas C.D., MacKellar A., Li F., Hiersemenzel K., Haslett C., Davidson D.J., Rossi A.G. Activation of conventional protein kinase C (PKC) is critical in the generation of human neutrophil extracellular traps // J. Inflamm. (Lond.). 2013. Vol. 10. N 1: 12.

23. Dang P.M., Hakim J., Périanin A. Immunochemical identification and translocation of protein kinase C zeta in human neutrophils // FEBS Lett. 1994. Vol. 349. N 3. P. 338–342.

24. Vorobjeva N., Galkin I., Pletjushkina O., Golyshev S., Zinovkin R., Prikhodko A., Pinegin V., Kondratenko I., Pinegin B., Chernyak B. Mitochondrial permeability transition pore is involved in oxidative burst and NETosis of human neutrophils // Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 2020. Vol. 1866. N 5: 165664.

25. Soltoff S.P. Rottlerin is a mitochondrial uncoupler that decreases cellular ATP levels and indirectly blocks protein kinase Cdelta tyrosine phosphorylation // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276. N 41. P. 37986–37992.

26. Geiszt M., Kapus A., Német K., Farkas L., Ligeti E. Regulation of capacitative Ca2+ influx in human neutrophil granulocytes. Alterations in chronic granulomatous disease // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272. N 42. P. 26471–26478.

27. Harfi I., Corazza F., D’Hondt S., Sariban E. Differential calcium regulation of proinflammatory activities in human neutrophils exposed to the neuropeptide pituitary adenylate cyclase-activating protein // J. Immunol. 2005. Vol. 175. N 6. P. 4091–4102.

28. Xu S.Z. Rottlerin induces calcium influx and protein degradation in cultured lenses independent of effects on protein kinase C delta // Basic Clin. Pharmacol. Toxicol. 2007. Vol. 101. N 6. P. 459–464.