Влияние антиоксидантов на продукцию хемокина MCP-1 клетками линии EA.hy926 в ответ на IL-6

Повышенный уровень интерлейкина-6 (IL-6) в крови является биомаркером цитокинового шторма, вызванного различными заболеваниями, и способствует плохим исходам этих заболеваний, в том числе COVID-19. Одной из основных мишеней патологического действия IL-6 являются эндотелиальные клетки сосудов, которые IL-6 активирует за счет транс-сигнального пути – формирования рецепторного комплекса IL-6/sIL-6Ra/gp130 и последующей индукции сигнального пути JAK/STAT3, а также в ряде случаев PI3K/AKT и MEK/ERK. Ранее было показано, в том числе нами, что активные формы кислорода (АФК), в том числе митохондриального происхождения (мито-АФК), способствуют индукции экспрессии IL-6 в эндотелии главным образом за счет усиления активации транскрипционного фактора NF-kB. Более того, мы показали, что митохондриально-направленный антиоксидант SkQ1 (10-(6’-пластохинонил)децилтрифенилфосфоний) предотвращает гибель мышей, у которых цитокиновый шторм был вызван внутривенным введением фактора некроза опухолей (TNF) в летальной дозе, а также экспрессию NF-kB-зависимых генов, в том числе цитокина IL-6 и хемокина MCP-1 в аортах этих животных. В текущей работе мы проверили гипотезу об участии мито-АФК в передаче сигнала и экспрессии провоспалительных генов в эндотелиальных клетках, активированных IL-6. SkQ1 подавлял индуцированную IL-6 в комбинации с sIL-6-Ra экспрессию и секрецию хемокина МСР-1, но не экспрессию молекул адгезии ICAM1 в эндотелиальных клетках человека линии EA.hy926. Используя специфические ингибиторы, мы показали, что в этих клетках вызванная IL-6 экспрессия МСР-1 и ICAM-1 зависит от сигнального белка и активатора транскрипции STAT3 и в некоторых случаях – от киназ JNK, PI3K и MEK1/2, а также не зависит от киназы p38. В данной модели IL-6 вызывал быструю активацию STAT3 и значительно менее выраженную активацию ERK1/2, но не влиял на активацию Akt и JNK. SkQ1 частично подавлял активацию STAT3 и ERK1/2. Таким образом, мы показали, что SkQ1 подавляет не только NF-kB-зависимую экспрессию IL-6 и других провоспалительных генов, но и вызванную IL-6 активацию JAK/STAT3 и STAT3-зависимую экспрессию MCP-1. Это, вероятно, вносит вклад в общий противовоспалительный эффект SkQ1.

1. Uciechowski P., Dempke W.C.M. Interleukin-6: A masterplayer in the cytokine network // Oncology. 2020. Vol. 98. N 3. P. 131–137.

2. Hou T., Tieu B.C., Ray S., Recinos III A., Cui R., Tilton R.G., Brasier A.R. Roles of IL-6-gp130 signaling in vascular inflammation // Curr. Cardiol. Rev. 2008. Vol. 4. N 3. P. 179–192.

3. Kang S., Kishimoto T. Interplay between interleukin-6 signaling and the vascular endothelium in cytokine storms // Exp. Mol. Med. 2021. Vol. 53. N 7. P. 1116–1123.

4. Fajgenbaum D.C., June C.H. Cytokine storm // N. Engl. J. Med. 2020. Vol. 383. N 23. P. 2255–2273.

5. Liu Y., Chen D., Hou J., Li H., Cao D., Guo M., Ling Y., Gao M., Zhou Y., Wan Y., Zhu Z. An intercorrelated cytokine network identified at the center of cytokine storm predicted COVID-19 prognosis // Cytokine. 2021. Vol. 138: 155365.

6. Chen G., Wu D.I., Guo W., et al. Clinical and immunological features of severe and moderate coronavirus disease 2019 // J. Clin. Invest. 2020. Vol. 130. N 5. P. 2620–2629.

7. Herold T., Jurinovic V., Arnreich C., Lipworth B.J., Hellmuth J.C., von Bergwelt-Baildon M., Klein M., Weinberger T. Elevated levels of IL-6 and CRP predict the need for mechanical ventilation in COVID-19 // J. Allergy Clin. Immunol. 2020. Vol. 146. N 1. P. 128-136.e4.

8. Ruan Q., Yang K., Wang W., Jiang L., Song J. Clinical predictors of mortality due to COVID-19 based on an analysis of data of 150 patients from Wuhan, China // Intensive Care Med. 2020. Vol. 46. N 5. P. 846–848.

9. Ascierto P.A., Fu B., Wei H. IL-6 modulation for COVID-19: the right patients at the right time? // J. Immunother. Cancer. 2021. Vol. 9. N 4: e002285.

10. Alsaffar H.., Martino N., Garrett J.P., Adam A.P. Interleukin-6 promotes a sustained loss of endothelial barrier function via Janus kinase-mediated STAT3 phosphorylation and de novo protein synthesis // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2018. Vol. 314. N 5. P. C589–C602.

11. Desai T.R., Leeper N.J., Hynes K.L., Gewertz B.L. Interleukin-6 causes endothelial barrier dysfunction via the protein kinase C pathway // J. Surg. Res. 2002. Vol. 104. N 2. P. 118–123.

12. Watson C., Whittaker S., Smith N., Vora A.J., Dumonde D.C., Brown K.A. IL-6 acts on endothelial cells to preferentially increase their adherence for lymphocytes // Clin. Exp. Immunol. 1996. Vol. 105. N 1. P. 112–119.

13. Romano M., Sironi M., Toniatti C., Polentarutti N., Fruscella P., Ghezzi P., Faggioni R., Luini W., Van Hinsbergh V., Sozzani S., Bussolino F., Poli V., Ciliberto G., Mantovani A. Role of IL-6 and its soluble receptor in induction of chemokines and leukocyte recruitment // Immunity. 1997. Vol. 6. N 3. P. 315–325.

14. Wung B.S., Ni C.W., Wang D.L. ICAM-1 induction by TNFα and IL-6 is mediated by distinct pathways via Rac in endothelial cells // J. Biomed. Sci. 2005. Vol. 12. N 1. P. 91–101.

15. Wung B.S., Hsu M.C., Wu C.C., Hsieh C.W. Resveratrol suppresses IL-6-induced ICAM-1 gene expression in endothelial cells: Effects on the inhibition of STAT3 phosphorylation // Life Sci. 2005. Vol. 78. N 4. P. 389–397.

16. McLoughlin R.M., Jenkins B.J., Grail D., Williams A.S., Fielding C.A., Parker C.R., Ernst M., Topley N., Jones S.A. IL-6 trans-signaling via STAT3 directs T cell infiltration in acute inflammation // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2005. Vol. 102. N 27. P. 9589–9594.

17. Kang S., Tanaka T., Inoue H., Ono C., Hashimoto S., Kioi Y., Matsumoto H., Matsuura H., Matsubara T., Shimizu K., Ogura H. IL-6 trans-signaling induces plasminogen activator inhibitor-1 from vascular endothelial cells in cytokine release syndrome // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2020. Vol. 117. N 36. P. 22351–22356.

18. Xu S., Ilyas I., Little P.J., Li H., Kamato D., Zheng X., Luo S., Li Z., Liu P., Han J., Harding I.C. Endothelial dysfunction in atherosclerotic cardiovascular diseases and beyond: From mechanism to pharmacotherapies // Pharmacol. Rev. 2021. Vol. 73. N 3. P. 924–967.

19. Aird W.C. Review article The role of the endothelium in severe sepsis and multiple organ dysfunction syndrome // Blood. 2003. Vol. 101. N 10. P. 3765–3777.

20. Prasad M., Leon M., Lerman L.O., Lerman A. Viral endothelial dysfunction: A unifying mechanism for COVID-19 // Mayo Clin. Proc. 2021. Vol. 96. N 12. P. 3099–3108.

21. Jin Y., Ji W., Yang H., Chen S., Zhang W., Duan G. Endothelial activation and dysfunction in COVID-19: from basic mechanisms to potential therapeutic approaches // Signal Transduct. Target. Ther. 2020. Vol. 5: 293.

22. Birnhuber A., Fliesser E., Gorkiewicz G., Zacharias M., Seeliger B., David S., Welte T., Schmidt J., Olschewski H., Wygrecka M., Kwapiszewska G. Between inflammation and thrombosis: Endothelial cells in COVID-19 // Eur. Respir. J. 2021. Vol. 58. N 3: 2100377.

23. Otifi H.M., Adiga B.K. Endothelial dysfunction in Covid-19 infection // Am. J. Med. Sci. 2022. Vol. 363. N 4. P. 285–291.

24. Panieri E., Santoro M.M. ROS signaling and redox biology in endothelial cells // Cell. Mol. Life Sci. 2015. Vol. 72. N 17. P. 3281–3303.

25. Aldosari S., Awad M., Harrington E.O., Sellke F.W., Abid M.R. Subcellular reactive oxygen species (ROS) in cardiovascular pathophysiology // Antioxidants. 2018. Vol. 7. N 1: 14.

26. Didion S.P. Cellular and oxidative mechanisms associated with interleukin-6 signaling in the vasculature // Int. J. Mol. Sci. 2017. Vol. 18. N 12: 2563.

27. Volk T., Hensel M., Schuster H., Kox W.J. Secretion of MCP-1 and IL-6 by cytokine stimulated production of reactive oxygen species in endothelial cells // Mol. Cell. Biochem. 2000. Vol. 206. N 1–2. P. 105–112.

28. Ali M.H., Schlidt S.A., Chandel N.S., Hynes K.L., Schumacker P.T., Gewertz B.L. Endothelial permeability and IL-6 production during hypoxia: role of ROS in signal transduction. // Am. J. Physiol. – Lung Cell. Mol. Physiol. 1999. Vol. 277. Pt. 1. P. L1057–L1065.

29. Lee Y.W., Lee W.H., Kim P.H. Oxidative mechanisms of IL-4-induced IL-6 expression in vascular endothelium // Cytokine. 2010. Vol. 49. N 1. P. 73–79.

30. Pearlstein D.P., Ali M.H., Mungai P.T., Hynes K.L., Gewertz B.L., Schumacker P.T. Role of mitochondrial oxidant generation in endothelial cell responses to hypoxia // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2002. Vol. 22. N 4. P. 566–573.

31. Zinovkin R.A., Romaschenko V.P., Galkin I.I., Zakharova V.V., Pletjushkina O.Y., Chernyak B.V., Popova E.N. Role of mitochondrial reactive oxygen species in agerelated inflammatory activation of endothelium // Aging (Albany N.Y.). 2014. Vol. 6. N 8. P. 661–674.

32. Zakharova V.V., Pletjushkina O.Y., Galkin I.I., Zinovkin R.A., Chernyak B.V., Krysko D.V., Bachert C., Krysko O., Skulachev V.P., Popova E.N. Low concentration of uncouplers of oxidative phosphorylation decreases the TNF-induced endothelial permeability and lethality in mice // Biochim. Biophys. Acta – Mol. Basis Dis. 2017. Vol. 1863. N 4. P. 968–977.

33. Wassmann S., Stumpf M., Strehlow K., Schmid A., Schieffer B., Böhm M., Nickenig G. Interleukin-6 induces oxidative stress and endothehal dysfunction by overexpression of the angiotensin II type 1 receptor // Circ. Res. 2004. Vol. 94. N 4. P. 534–541.

34. Chopra A., Willmore W.G., Biggar K.K. Protein quantification and visualization via ultraviolet-dependent labeling with 2,2,2-trichloroethanol // Sci. Rep. 2019. Vol. 9: 13923.

35. Li R., Ren T., Zeng J. Mitochondrial coenzyme Q protects sepsis-induced acute lung injury by activating PI3K/Akt/GSK-3 β /mTOR pathway in rats // Biomed Res. Int. 2019. Vol. 2019: 5240898.

36. Zakharova V.V., Pletjushkina O.Y., Zinovkin R.A., Popova E.N., Chernyak B.V. Mitochondria-targeted antioxidants and uncouplers of oxidative phosphorylation in treatment of the systemic inflammatory response syndrome (SIRS) // J. Cell. Physiol. 2017. Vol. 232. N 5. P. 904–912.

37. Rademann P., Weidinger A., Drechsler S., et al. Mitochondria-targeted antioxidants SkQ1 and MitoTEMPO failed to exert a long-term beneficial effect in murine polymicrobial sepsis // Oxid. Med. Cell. Longev. 2017. Vol. 2017: 6412682.

38. Ding J., Song D., Ye X., Liu S.F. A pivotal role of endothelial-specific NF-κB signaling in the pathogenesis of septic shock and septic vascular dysfunction // J. Immunol. 2009. Vol. 183. N 6. P. 4031–4038.

39. Demyanenko I.A., Popova E.N., Zakharova V.V., Ilyinskaya O.P., Vasilieva T.V., Romashchenko V.P., Fedorov A.V., Manskikh V.N., Skulachev M.V., Zinovkin R.A., Pletjushkina O.Y., Skulachev V.P., Chernyak B.V. Mitochondria-targeted antioxidant SkQ1 improves impaired dermal wound healing in old mice // Aging (Albany N.Y.). 2015. Vol. 7. N 7. P. 475–485.

40. Galkin I.I., Pletjushkina O.Y., Zinovkin R.A., Zakharova V.V., Chernyak B.V., Popova E.N. Mitochondriatargeted antioxidant SkQR1 reduces TNF-induced endothelial permeability in vitro // Biochemistry (Mosc.). 2016. Vol. 81. N 10. P. 1188–1197.

41. Galkin I.I., Pletjushkina O.Y., Zinovkin R.A., Zakharova V.V., Birjukov I.S., Chernyak B.V., Popova E.N. Mitochondria-targeted antioxidants prevent TNFα-induced endothelial cell damage // Biochemistry (Mosc.). 2014. Vol. 79. N 2. P. 124–130.

42. Chelombitko M.A., Averina O.A., Vasilyeva T.V., Pletiushkina O.Y., Popova E.N., Fedorov A.V., Chernyak B.V., Shishkina V.S., Ilinskaya O.P. Mitochondria-targeted antioxidant SkQ1 (10-(6′-plastoquinonyl)decyltriphenylphosphonium bromide) inhibits mast cell degranulation in vivo and in vitro // Biochemistry (Mosc.). 2017. Vol. 82. N 12. P. 1493–1503.

43. Chelombitko M.A., Averina O.A., Vasil’eva T.V., Dvorianinova E.E., Egorov M.V., Pletjushkina O.Y., Popova E.N., Fedorov A.V., Romashchenko V.P., Ilyinskaya O.P. Comparison of the effects of mitochondria-targeted antioxidant 10-(6’-plastoquinonyl)decyltriphenylphosphonium bromide (SkQ1) and a fragment of its molecule dodecyltriphenylphosphonium on carrageenan-induced acute inflammation in mouse model of subcuteneo // Bull. Exp. Biol. Med. 2017. Vol. 162. N 6. P. 730–733.