Микобиота красной водоросли Palmaria palmata в Кандалакшском заливе Белого моря

Проведено исследование разнообразия микромицетов, ассоциированных с живыми талломами съедобной красной водоросли Palmaria palmata (дульс) в Белом море. Образцы отбирали в Кандалакшском заливе, на верхней (10 талломов на литорали) и нижней (10 талломов в сублиторали) границах распространения вида. Работу проводили культуральными методами, грибы выделяли с поверхности талломов. С одного образца водоросли выделялось от 0 до 55 колоний; максимальное число морфотипов – 24. Общее разнообразие составило 52 морфотипа, из которых 48 мицелиальных и 4 дрожжевых. Все идентифицированные дрожжи относятся к отделу Basidiomycota; среди мицелиальных грибов 2 вида принадлежат к отделу Mucoromycota, остальные – к отделу Ascomycota, абсолютное большинство из которых – анаморфы. Наиболее разнообразными были представители родов Acremonium (10 морфотипов), Penicillium (9) и Cladosporium (6); самыми многочисленными – Acremonium (158 колоний) и Cladosporium (103). Acremonium fuci – вид, наиболее широко представленный на исследованных талломах (122 колонии на 15 талломах). Важнейшим фактором для формирования поверхностной микобиоты Р. palmata является местообитание: литоральные и сублиторальные популяции водоросли существенно различаются по численности и структуре сообществ грибов. Талломы литоральной популяции значительно богаче грибами, здесь преобладают темноокрашенные виды, Acremonium fuci и Sarocladium strictum. В микобиоте сублиторальных образцов – светлоокрашенные виды, отсюда же выделено большинство дрожжей.

1. Raghukumar S. Fungi in coastal and oceanic marine ecosystems. Germany: Springer, 2017. 378 pp.

2. Satheesh S., Siddik A.A., Ba-Akdah M.A., AlSofyani A.A. An introduction to the ecological significance of seaweeds on coastal ecosystems // Biotechnological applications of seaweeds / Ed. E. Nabti. N.Y.: Nova Sci. Publ. Inc., 2017. P. 1–14.

3. Бубнова Е.Н., Киреев Я.В. Сообщества грибов на талломах бурых водорослей рода Fucus в Кандалакшском заливе Белого моря // Микол. фитопатол. 2009. Т. 43. № 5. С. 20–29.

4. Коновалова О.П., Бубнова Е.Н. Микобиота бурых водорослей Ascophyllum nodosum и Pelvetia canaliculata (Phaeophyceae, Fucales) в Кандалакшском заливе Белого моря // Микол. фитопатол. 2011. Т. 45. № 3. С. 240–248.

5. Киричук Н.Н., Пивкин М.В. Вторичные морские грибы, ассоциированные с бурыми водорослями рода Sargassum залива Петра Великого (Японское море) // Микол. фитопатол. 2015. Т. 49. № 3. С. 146–150.

6. Zuccaro A., Schulz B., Mitchell J.I. Molecular detection of ascomycetes associated with Fucus serratus // Mycol. Res. 2003. Vol. 107. N 12. P. 1451–1466.

7. Zuccaro A., Sammerbell R.C., Gams W., Schroers J.I., Mitchell L.I. A new Acremonium species associated with Fucus spp., and its affinity with a phylogenetically distinct marine Emericellopsis clade // Stud. Mycol. 2004. Vol. 50. N 2. P. 283–297.

8. Zuccaro A., Schoch C.L. Spatafora J.W., Kohlmeyer J., Draeger S., Mitchell J.I. Detection and identification of fungi intimately associated with the brown seaweed Fucus serratus // Appl. Environ. Microbiol. 2008. Vol. 74. N 4. P. 931–941.

9. Kononenko G.P., Burkin A.A., Georgiev A.A., Georgieva M.L. Mycotoxins in macroalgae from the Velikaya Salma strait of the Kandalaksha Gulf of the White Sea // Russ. J. Mar. Biol. 2021. Vol. 47. N 1. P. 480–488.

10. Railkin A., Ganf T., Manylov O. Marine biofouling. CLC Press, 2003. 303 pp.

11. Chen J., Zang Y., Yang Z., Qu T, Sun T., Liang S., Zhu M., Wang Y., Tang X. Composition and functional diversity of epiphytic bacterial and fungal communities on marine macrophytes in an intertidal zone // Front. Microbiol. 2022. Vol. 13: 839465.

12. Seshadri R., Sieburth J.N. Cultural estimation of yeasts on seaweeds // Appl. Microbiol. 1971. Vol. 12. N 4. P. 507–512.

13. Abdel-Gawad K.M., Hifney A.F., Issa A.A Gomaa M. Spatio-temporal, environmental factors, and host identity shape culturable-epibiotic fungi of seaweeds in the Red Sea, Egypt // Hydrobiologia. 2014. Vol. 740. N 1. P. 37–49.

14. Mouritsen O.G., Dawczynski C., Duelund L., Jahreis G., Vetter W., Schröder M. On the human consumption of the red seaweed dulse (Palmaria palmata (L.) Weber & Mohr) // J. Appl. Phycol. 2013. Vol. 25. N 6. P. 1777–1791.

15. Grote B. Recent developments in aquaculture of Palmaria palmata (L.) Weber & Mohr: cultivation and uses // Rev. Aquac. 2019. Vol. 11. N 1. P. 25–41.

16. Voskoboinikov G.M., Ryzhik I.V., Salakhov D.O., Metelkova L.O., Zhakovskaya Z.A., Lopuchanskaya E.M. Absorption and conversion of diesel fuel by the Red Alga Palmaria palmata (Linnaeus) F. Weber et D. Mohr, 1805 (Rhodophyta): the potential role of alga in bioremediation of sea water // Russ. J. Mar. Biol. 2020. Vol. 46. N 2. P. 113–119.

17. Lopes D., Melo T., Meneses J., Abreu M.H., Pereira R., Domingues P., Lillebo A.I., Calado R., Domingues M.R. A new look for the red macroalga Palmaria palmata: a seafood with polar lipids rich in EPA and with antioxidant properties // Marine Drugs. 2019. Vol. 17. N 9: 533.

18. Nishida Y., Kumagai Y., Michiba S., Yasui H., Kishimura H. Efficient extraction and antioxidant capacity of mycosporine-like amino acid from red algae dulse Palmaria palmata in Japan // Marine Drugs. 2020. Vol. 18. N 10: 502.

19. Moore J.E., Xu J., Millar C. Diversity of the microflora of edible macroalga Palmaria palmata // Food Microbiol. 2002. Vol. 19. N 2–3. P. 249–257.

20. Kohlmeyer J., Kohlmeyer E. Marine mycology, the higher fungi. N.Y.: Academic Press, 1979. 691 pp.

21. Flewelling A.J., Ellsworth K.T., Sanford J., Forward E., Johnson J.A., Gray C.A. Macroalgal endophytes from the atlantic coast of Canada: a potential source of antibiotic natural products? // Microorganisms. 2013. Vol. 1. N 1. P. 175–187.

22. Flewelling A.J., Currie J., Gray C.A., Johnson J.A. Endophytes from marine algae: promising sources of novel natural products // Curr. Sci. 2015. Vol. 109. N 1. P. 88–111.

23. Nadson G.A., Burgvits G.K. Yeast of the Arctic Ocean // Doklady Akademii Nauk SSSR. 1931. N 4. P. 103–110.

24. Domsсh K.H., Gams W., Anderson T.-H. Compendium of the soil fungi. Acad. Press, 1980. 1070 pp.

25. Bissett J. Notes on Tolypocladium and related genera // Can. J. Bot. 1983. Vol. 61. N 5. P. 1311–1329.

26. Zalar P., Hoog G.S. de, Schroers H.-J., Crous P.W., Groenewald J.Z., Gunde-Cimerman N. Phylogeny and ecology of the ubiquitous saprobe Cladosporium sphaerospermum, with descriptions of seven new species from hypersaline environments // Stud. Mycol. 2007. Vol. 58. P. 157–183.

27. Glushakova A.M., Kachalkin A.V. Endophytic yeasts in Malus domestica and Pyrus communis fruits under anthropogenic impact // Microbiology. 2017. Vol. 86. N 1. P. 128–135.

28. Бубнова Е.Н., Грум-Гржимайло О.А., Козловский В.В. Состав и структура сообществ мицелиальных грибов в донных грунтах Белого моря // Вестник Моск. ун-та. Сер. 16. Биол. 2020. Т. 75. № 3. С. 182–187.

29. Kachalkin A.V. Yeasts of the White Sea intertidal zone and description of Glaciozyma litorale sp. nov. // Antonie van Leeuwenhoek. 2014. Vol. 105. N 6. P. 1073–1083.