Особенности образования нейтрофильных внеклеточных ловушек у кроликов породы шиншилла

Нейтрофильные внеклеточные ловушки (NET, Neutrophil Extracellular Traps) представляют собой деконденсированный ядерный хроматин, «декорированный» бактерицидными белками различных органелл клетки и выполняющий эффекторную функцию, направленную на борьбу с патогенами в очаге воспаления. Вместе с тем, NET играют важную роль в патогенезе многих аутоиммунных и воспалительных заболеваний, а также злокачественных новообразований. Кролики являются одним из наиболее часто используемых видов лабораторных животных в медицинских и биологических исследованиях. На кроликах разработано большое количество моделей различных заболеваний сердечно-сосудистой, иммунной и других систем человека. Однако в научной литературе отсутствуют сведения о способности нейтрофилов кролика подвергаться NETозу (программируемой гибели клеток в процессе образования NET) в ответ на известные фармакологические стимулы. Целью представленной работы было изучение в системе in vitro способности нейтрофилов кролика породы Советская шиншилла образовывать NET в ответ на миметик диацилглицерола форбол-12-миристат-13-ацетат (ФМА) и кальциевый ионофор А23187. Для выделения нейтрофилов кролика использовали метод центрифугирования в одноступенчатом градиенте плотности Ficoll-Hypaque с модификациями. Окислительный взрыв оценивали методом регистрации люминол-зависимой хемилюминесценции, а образование NET – с помощью иммунофлуоресцентного анализа. В работе впервые показано, что нейтрофилы кролика Советская шиншилла не образуют NET в ответ на ФМА, но формируют ловушки в ответ на А23187, а также обладают низким уровнем окислительного взрыва в ответ на ФМА, А23187 и хемоаттрактант N-формил-метионил-лейцил-фенилаланин.

1. Brinkmann V., Reichard U., Goosmann C., Fauler B., Uhlemann Y., Weiss D.S., Weinrauch Y., Zychlinsky A. Neutrophil extracellular traps kill bacteria. Science. 2004;303(5663):1532–1535.

2. Urban C.F., Ermert D., Schmid M., Abu-Abed U., Goosmann C., Nacken W., Brinkmann V., Jungblut P.R., Zychlinsky A. Neutrophil extracellular traps contain calprotectin, a cytosolic protein complex involved in host defense against Candida albicans. PLoS Pathog. 2009;5(10):e1000639.

3. Vorobjeva N.V., Chelombitko M.A., Sud’ina G.F., Zinovkin R.A., Chernyak B.V. Role of mitochondria in the regulation of effector functions of granulocytes. Cells. 2023;12(18):2210.

4. Neumann A., Brogden G., von Köckritz-Blickwede M. Extracellular traps: an ancient weapon of multiple kingdoms. Biology (Basel). 2020;9(2):34.

5. Zhang X., Zhuchenko O., Kuspa A., Soldati T. Social amoebae trap and kill bacteria by casting DNA nets. Nat. Commun. 2016;7:10938.

6. Hawes M., Allen C., Turgeon B.G., Curlango- Rivera G., Minh Tran T., Huskey D.A., Xiong Z. Root border cells and their role in plant defense. Annu. Rev. Phytopathol. 2016;54:143–161.

7. Vorobjeva N.V., Pinegin B.V. Neutrophil extracellular traps: mechanisms of formation and role in health and disease. Biochemistry (Mosc.). 2014;79(12):1286–1296.

8. Pinegin B., Vorobjeva N., Pinegin V. Neutrophil extracellular traps and their role in the development of chronic inflammation and autoimmunity. Autoimmun. Rev. 2015;14(7):633–640.

9. Vorobjeva N.V., Chernyak B.V. NETosis: molecular mechanisms, role in physiology and pathology. Biochemistry (Mosc.). 2020;85(10):1178–1190.

10. Vorobjeva N.V. Neutrophil extracellular traps: new aspects. Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2020;75(4):173–188.

11. Papayannopoulos V. Neutrophil extracellular traps in immunity and disease. Nat. Rev. Immunol. 2018;18(2):134–147.

12. Cools-Lartigue J., Spicer J., Najmeh S., Ferri L. Neutrophil extracellular traps in cancer progression. Cell. Mol. Life Sci. 2014;71(21):4179–4194.

13. Baksheeva V.E., Tiulina V.V., Iomdina E.N., et al. Tear nanoDSF denaturation profile is predictive of glaucoma. Int. J. Mol. Sci. 2023;24(8):7132.

14. Chistyakov D.V., Gancharova O.S., Baksheeva V.E., Tiulina V.V., Goriainov S.V., Azbukina N.V., Tsarkova M.S., Zamyatnin A.A., Jr., Philippov P.P., Sergeeva M.G., Senin I.I., Zernii E.Y. Inflammation in dry eye syndrome: identification and targeting of oxylipin-mediated mechanisms. Biomedicines. 2020;8(9):344.

15. Livingston E.T., Mursalin M.H., Callegan M.C. A Pyrrhic victory: the PMN response to ocular bacterial infections. Microorganisms. 2019;7(11):537.

16. Pulavendran S., Prasanthi M., Ramachandran A., Grant R., Snider T.A., Chow V.T.K., Malayer J.R., Teluguakula N. Production of neutrophil extracellular traps contributes to the pathogenesis of Francisella tularemia. Front. Immunol. 2020;11:679.

17. Vorobjeva N., Dagil Y., Pashenkov M., Pinegin B., Chernyak B. Protein kinase C isoforms mediate the formation of neutrophil extracellular traps. Int. Immunopharmacol. 2023;114:109448.

18. Kouoh F., Gressier B., Luyckx M., Brunet C., Dine T., Ballester L., Cazin M., Cazin J.C. A simple method for isolating human and rabbit polymorphonuclear neutrophils (PMNs). Biol. Pharm. Bull. 2000;23(11):1382–1383.

19. Vorobjeva N., Galkin I., Pletjushkina O., Golyshev S., Zinovkin R., Prikhodko A., Pinegin V., Kondratenko I., Pinegin B., Chernyak B. Mitochondrial permeability transition pore is involved in oxidative burst and NETosis of human neutrophils. Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 2020;1866(5):165664.