Исследование роли паннексина 1 в регуляции сократительной активности продольного гладкомышечного слоя портальной вены мыши

Паннексин 1 является белком, способным формировать каналы для выхода АТФ из клеток животных. В мелких артериях за счет функциональной связи с α_1D-адренорецепторами он регулирует сокращение гладкомышечных клеток. Вены отличаются от артерий по строению и механизмам регуляции сокращения, но функции паннексина в венозном русле изучены мало. Цель работы заключалась в исследовании роли паннексина 1 в регуляции ритмической сократительной активности продольного гладкомышечного слоя портальной вены мыши. Сокращения изолированных продольных препаратов портальной вены, полученных от мышей с глобальным нокаутом гена Panx1 и С57Bl/6J (дикий тип), регистрировали в изометрических условиях. Препараты мышей обеих групп демонстрировали спонтанную ритмическую активность, однако частота сокращений у нокаутной группы была выше, чем у дикого типа. Агонисты α1-адренорецепторов фенилэфрин и метоксамин стимулировали сокращения вены, при этом эффект фенилэфрина, который обладает более высоким сродством к α_1D-адренорецепторам, в нокаутной группе был ниже, тогда как эффект метоксамина не различался между группами. Экзогенный АТФ также вызывал увеличение частоты сокращений вены, причем у нокаутных по паннексину 1 мышей его эффект был менее выражен, чем у мышей дикого типа. Кроме того, у мышей дикого типа изменение частоты сокращений вены при действии фенилэфрина и АТФ (но не метоксамина) находилось в обратной зависимости от исходной частоты сокращений, у нокаутных мышей такой зависимости не наблюдалось. На фоне апиразы, разрушающей внеклеточный АТФ, влияние фенилэфрина на частоту сокращений вены становилось менее выраженным у мышей дикого типа, но не изменялось у нокаутных мышей. Таким образом, в портальной вене мыши паннексин 1 не принимает непосредственного участия в генерации миогенной ритмической активности, но может  ее регулировать. Полученные результаты позволяют предположить, что в продольном гладкомышечном слое портальной вены мыши каналы паннексина 1 служат основным путем секреции АТФ, причем они функционально связаны с α_1D-адренорецепторами.

1. Shestopalov V.I., Panchin Y. Pannexins and gap junction protein diversity. Cell. Mol. Life Sci. 2008;65(3):376–394.

2. Penuela S., Gehi R., Laird D.W. The biochemistry and function of pannexin channels. Biochim. Biophys. Acta. 2013;1828(1):15–22.

3. Dahl G. ATP release through pannexon channels. Philos. Trans. R. Soc. B Biol. Sci. 2015;370(1672):20140191.

4. Taylor K.A., Wright J.R., Mahaut-Smith M.P. Regulation of Pannexin-1 channel activity. Biochem. Soc. Trans. 2015;43(3):502–507.

5. Billaud M., Chiu Y.H., Lohman A.W., Parpaite T., Butcher J.T., Mutchler S.M., DeLalio L.J., Artamonov M.V., Sandilos J.K., Best A.K., Somlyo A.V., Thompson R.J., Le T.H., Ravichandran K.S., Bayliss D.A., Isakson B.E. A molecular signature in the pannexin1 intracellular loop confers channel activation by the α1 adrenoreceptor in smooth muscle cells. Sci. Signal. 2015;8(364):ra17.

6. Кирюхина О.О., Гайнуллина Д.К., Панчин Ю.В., Шестопалов В.И., Тарасова О.С. Изменения пуринергической регуляции артерий брыжейки у мышей с нокаутом гена паннексина 1. Биологические мембраны. 2017;34(6):137–146.

7. Billaud M., Lohman A.W., Straub A.C., Looft-Wilson R., Johnstone S.R., Araj C.A., Best A.K., Chekeni F.B., Ravichandran K.S., Penuela S., Laird D.W., Isakson B.E. Pannexin1 regulates α1-adrenergic receptor- mediated vasoconstriction. Circ. Res. 2011;109(1):80–85.

8. Dunaway L.S., Billaud M., Macal E., Good M.E., Medina C.B., Lorenz U., Ravichandran K., Koval M., Isakson B.E. Amount of Pannexin 1 in smooth muscle cells regulates sympathetic nerve-induced vasoconstriction. Hypertension. 2023;80(2):416–425.

9. Grimmer B., Krauszman A., Hu X., Kabir G., Connelly K.A., Li M., Grune J., Madry C., Isakson B.E., Kuebler W.M. Pannexin 1: a novel regulator of acute hypoxic pulmonary vasoconstriction. Cardiovasc. Res. 2022;118(11):2535–2547.

10. Ladd Z., Su G., Hartman J., Lu G., Hensley S., Upchurch G.R., Sharma A.K. Pharmacologic inhibition by spironolactone attenuates experimental abdominal aortic aneurysms. Front. Cardiovasc. Med. 2023;10(2):555–567.

11. Vanlandewijck M., He L., Mäe M.A., Andrae J., Ando K., Del Gaudio F., Nahar K., Lebouvier T., Laviña B., Gouveia L., Sun Y., Raschperger E., Räsänen M., Zarb Y., Mochizuki N., Keller A., Lendahl U., Betsholtz C. A molecular atlas of cell types and zonation in the brain vasculature. Nature. 2018;554(7693):475–480.

12. Reho J.J., Zheng X., Fisher S.A. Smooth muscle contractile diversity in the control of regional circulations. Am. J. of Physiol. Heart Circ. Physiol. 2014;306(2):H163–H172.

13. Takahashi S., Hitomi J., Satoh Y.I., Takahashi T., Asakura H., Ushiki T. Fine structure of the mouse portal vein in relation to its peristaltic movement. Arch. Histol. Cytol. 2002;65(1):71–82.

14. Guimarāes C.L., Calixto J.B., Rae G.A. Potent constrictor actions of endothelin-1, endothelin-2, and endothelin-3 in rat isolated portal vein. Hypertension. 1992;19(2):II79–II86.

15. Печкова М.Г., Кирюхина О.О., Виноградова О.Л., Тарасова О.С. Исследование сократительной активности портальной вены мыши в полетном эксперименте «Бион-М2»: обоснование актуальности и разработка экспериментальной модели. Авиакосмическая и экологическая медицина. 2023;57(5):141–148.

16. Andelova K., Benova T.E., Bacova B.S., Sykora M., Prado N.J., Diez E.R., Hlivak P., Tribulova N. Cardiac connexin-43 hemichannels and pannexin1 channels: Provocative antiarrhythmic targets. Int. J. Mol. Sci. 2021;22(1):260.

17. Kienitz M-C., Bender K., Dermietzel R., Pott L., Zoidl G. Pannexin 1 constitutes the large conductance cation channel of cardiac myocytes. J. Biol. Chem. 2011;286(1):290–298.

18. Battulin N., Kovalzon V.M., Korablev A., Serova I., Kiryukhina O.O., Pechkova M.G., Bogotskoy K.A., Tarasova O.S., Panchin Y. Pannexin 1 transgenic mice: human diseases and sleep-wake function revision. Int. J. Mol. Sci. 2021;22(10):5269

19. Kountz T.S., Lee K.S., Aggarwal-Howarth S., Curran E., Park J.M., Harris D.A., Stewart A., Hendrickson J., Camp N.D., Wolf-Yadlin A., Wang E.H., Scott J.D., Hague C. Endogenous N-terminal domain cleavage modulates α1D-Adrenergic receptor pharmacodynamics. J. Biol. Chem. 2016;291(35):18210–18221.

20. Koval M., Cwiek A., Carr T., Good M.E., Lohman A.W., Isakson B.E. Pannexin 1 as a driver of inflammation and ischemia-reperfusion injury. Purinergic Signal. 2021;17(4):521–531.

21. Van Helden D.F., Imtiaz M.S. Venous vasomotion. Adv. Exp. Med. Biol. 2019;1124:313–328.

22. Whyte-Fagundes P., Kurtenbach S., Zoidl C., Shestopalov V.I., Carlen P.L., Zoidl G. A potential compensatory role of panx3 in the VNO of a Panx1 knock out mouse model. Front. Mol. Neurosci. 2018;11:135.

23. Petric S., Klein S., Dannenberg L., Lahres T., Clasen L., Schmidt K.G., Ding Z., Donner B.C. Pannexin-1 Deficient mice have an increased susceptibility for atrial fibrillation and show a QT-prolongation phenotype. Cell. Physiol. Biochem. 2016;38(2):487–501.

24. Gurung I. S., Kalin A., Grace A.A., Huang C. L-H. Activation of purinergic receptors by ATP induces ventricular tachycardia by membrane depolarization and modifications of Ca2+ homeostasis. J. Mol. Cell. Cardiol. 2009;47(5):622–633.

25. Bao R., Shui X., Hou J., Li J., Deng X., Zhu X., Yang T. Adenosine and the adenosine A2A receptor agonist, CGS21680, upregulate CD39 and CD73 expression through E2F-1 and CREB in regulatory T cells isolated from septic mice. Int. J. Mol. Med. 2016;38(3):969–75.