Наночастицы городской пыли вызывают провоспалительную активацию нейтрофилов и макрофагов
https://doi.org/10.55959/MSU0137-0952-16-79-3-5
Аннотация
Частицы городской пыли служат важнейшим патогенным фактором при заболеваниях дыхательных путей, таких как астма и хроническая обструктивная болезнь легких, а также повышают риск развития сердечно-сосудистых заболеваний и рака легких. Наночастицы (НЧ) различного происхождения являются важным компонентом городской пыли, однако их воздействие на организм человека практически не изучено. В настоящей работе было исследовано влияние НЧ городской пыли на клетки врожденного иммунитета, нейтрофилы и макрофаги in vitro. В работе были использованы НЧ, выделенные из образцов городской пыли с помощью метода проточного фракционирования частиц во вращающейся спиральной колонке. Показано, что НЧ пыли вызывают статистически значимое повышение продукции активных форм кислорода в нейтрофилах человека. Преинкубация нейтрофилов с НЧ пыли приводила к четырехкратному усилению продукции активных форм кислорода в ответ на хемоаттрактантный пептид N-формил-метионил-лейцил-фенилаланин, что свидетельствует об эффекте праймирования нейтрофилов наночастицами. У макрофагов, полученных при дифференцировке клеток моноцитарной линии THP-1, НЧ пыли стимулировали секрецию провоспалительных цитокинов, фактора некроза опухолей и интерлейкина-6. Добавление антибиотика полимиксина B, способного связывать липополисахарид бактериальной стенки, снижало воспалительную активацию нейтрофилов и макрофагов. Полученные данные указывают на то, что провоспалительное действие НЧ городской пыли на нейтрофилы и макрофаги, по крайней мере отчасти, связано с присутствием в них липополисахарида бактериальной стенки.
Ключевые слова
Об авторах
А. Н. ПавлюченковаРоссия
Павлюченкова Анастасия Никитична – аспирантка факультета биоинженерии и биоинформатики, вед. инженер отд. биоэнергетики, инженер 1 категории сектора эволюционной цитогеронтологии биологического факультета
Тел.: 8-495-939-03-38
119992, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 40
119234, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 73
119234, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 12
Н. В. Воробьева
Россия
Воробьева Нина Викторовна – канд. биол. наук, ст. науч. сотр. кафедры иммунологии биологического факультета
119234, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 12, Тел.: 8-495-939-46-46
А. А. Дашкевич
Россия
Дашкевич Анна Алексеевна – студентка факультета биоинженерии и биоинформатики, инженер 1 категории отд. биоэнергетики
Тел.: 8-495-939-03-38
119992, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 40
119234, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 73
Л. А. Зиновкина
Россия
Зиновкина Людмила Андреевна – канд. биол. наук, доц. факультета биоинженерии и биоинформатики МГУ, ст. науч. сотр. отд. биоэнергетики
Тел.: 8-495-939-03-38
119992, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 40
119234, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 73
А. И. Иванеев
Россия
Иванеев Александр Игоревич – канд. хим. наук, ст. науч. сотр.
119334 , г. Москва, ул. Косыгина, д. 19, Тел.: 8-495-939-70-01
М. С. Ермолин
Россия
Ермолин Михаил Сергеевич – канд. хим. наук, ст. науч. сотр.
119334 , г. Москва, ул. Косыгина, д. 19, Тел.: 8-495-939-70-01
П. С. Федотов
Россия
Федотов Петр Сергеевич – докт. хим. наук, гл. науч. сотр., зав. лаб. геохимии наночастиц
119992, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 40, Тел.: 8-495-939-70-01
119334 , г. Москва, ул. Косыгина, д. 19
Р. А. Зиновкин
Россия
Зиновкин Роман Алексеевич – канд. биол. наук, зав. лабораторией электронного транспорта отдела молекулярной энергетики микроорганизмов
119992, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 40, Тел.: 8-495-939-03-38
М. А. Челомбитько
Россия
Челомбитько Мария Александровна – канд. биол. наук, ст. науч. сотр. отд. биоэнергетики
119992, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 40, Тел.: 8-495-939-03-38
Б. В. Черняк
Россия
Черняк Борис Викторович – докт. биол. наук, зав. лаб. биоэнергетики клетки
119992, г. Москва, Ленинские горы, д. 1, стр. 40, Тел.: 8-495-939-50-30
Список литературы
1. Giere R., Querol X. Solid particulate matter in the atmosphere. Elements. 2010;6(4):215–222.
2. Haynes H.M., Taylor K.G., Rothwell J., Byrne P. Characterisation of road-dust sediment in urban systems: a review of a global challenge. J. Soils Sediments. 2020;20(12):4194–4217.
3. Loomis D., Grosse Y., Lauby-Secretan B., El Ghissassi F., Bouvard V., Benbrahim-Tallaa L., Guha N., Baan R., Mattock H., Straif K. The carcinogenicity of outdoor air pollution. Lancet Oncol. 2013;14(13):1262–1263.
4. Ревич Б.А. Мелкодисперсные взвешенные частицы в атмосферном воздухе и их воздействие на здоровье жителей мегаполисов. Проблемы экологического мониторинга и моделирования экосистем. 2018;29(3):53–78.
5. Hu X., Zhang Y., Luo J., Wang T., Lian H., Ding Z. Bioaccessibility and health risk of arsenic, mercury and other metals in urban street dusts from a mega-city, Nanjing, China. Environ. Pollut. 2011;159(5):1215–1221.
6. Albanese A., Tang P.S., Chan W.C. The effect of nanoparticle size, shape, and surface chemistry on biological systems. Annu. Rev. Biomed. Eng. 2012;14(1):1–16.
7. Saffari A., Daher N., Shafer M.M., Schauer J.J., Sioutas C. Seasonal and spatial variation of trace elements and metals in quasi-ultrafine (PM0.25) particles in the Los Angeles metropolitan area and characterization of their sources. Environ. Pollut. 2013;181:14–23.
8. Deng J., Zhang Y., Qiu Y., Zhang H., Du W., Xu L., Hong Y., Chen Y., Chen J. Source apportionment of PM2.5 at the Lin’an regional background site in China with three receptor models. Atmos. Res. 2018;202:23–32.
9. Dietrich M., O’Shea M.J., Gieré R., Krekeler M.P.S. Road sediment, an underutilized material in environmental science research: a review of perspectives on United States studies with international context. J. Hazard. Mater. 2022;432:128604.
10. Phairuang W., Inerb M., Hata M., Furuuchi M. Characteristics of trace elements bound to ambient nanoparticles (PM0.1) and a health risk assessment in southern Thailand. J. Hazard Mater. 2022;425:127986.
11. Fedotov P.S., Ermolin M.S., Karandashev V.K., Ladonin D.V. Characterization of size, morphology and elemental composition of nano-, submicron, and micron particles of street dust separated using field-flow fractionation in a rotating coiled column. Talanta. 2014;130:1–7.
12. Ermolin M.S., Fedotov P.S., Ivaneev A.I., Karandashev V.K., Fedyunina N.N., Burmistrov A.A. A contribution of nanoscale particles of road-deposited sediments to the pollution of urban runoff by heavy metals. Chemosphere. 2018;210:65–75.
13. Gualtieri M., Øvrevik J., Holme J.A., Perrone M.G., Bolzacchini E., Schwarze P.E., Camatini M. Differences in cytotoxicity versus pro-inflammatory potency of different PM fractions in human epithelial lung cells. Toxicol. In Vitro. 2010;24(1):29–39.
14. Babin K., Antoine F., Goncalves D.M., Girard D. TiO2, CeO2 and ZnO nanoparticles and modulation of the degranulation process in human neutrophils. Toxicol. Lett. 2013;221(1):57–63.
15. Masoud R., Bizouarn T., Trepout S., Wien F., Baciou L., Marco S., Houée Levin C. Titanium dioxide nanoparticles increase superoxide anion production by acting on NADPH oxidase. PLoS One. 2015;10(12):e0144829.
16. Poulsen K.M., Albright M.C., Niemuth N.J., Tighe R.M,. Payne C.K. Interaction of TiO2 nanoparticles with lung fluid proteins and the resulting macrophage inflammatory response. Environ. Sci. Nano. 2023;10(9):2427–2436.
17. Pavlin M., Lojk J., Strojan K., Hafner-Bratkovič I., Jerala R., Leonardi A., Križaj I., Drnovšek N., Novak S., Veranič P., Bregar V.B. The relevance of physico-chemical properties and protein corona for evaluation of nanoparticles immunotoxicity-in vitro correlation analysis on THP-1 macrophages. Int. J. Mol. Sci. 2022;23(11):6197.
18. Svadlakova T., Holmannova D., Kolackova M., Malkova A., Krejsek J., Fiala Z. Immunotoxicity of carbon-based nanomaterials, starring phagocytes. Int. J. Mol. Sci. 2022;23(16):8889.
19. Glencross D.A., Ho T-R., Camiña N., Hawrylowicz C.M., Pfeffer P.E. Air pollution and its effects on the immune system. Free Radic. Biol. Med. 2020;151:56–68.
20. Vorobjeva N.V., Chernyak B.V. NETosis: molecular mechanisms, role in physiology and pathology. Biochemistry (Mosc.). 2020;85(10):1178–1190.
21. Mass E., Nimmerjahn F., Kierdorf K., Schlitzer A. Tissue-specific macrophages: how they develop and choreograph tissue biology. Nat. Rev. Immunol. 2023;23(9):563–579.
22. Sheu K.M., Hoffmann A. Functional hallmarks of healthy macrophage responses: their regulatory basis and disease relevance. Annu. Rev. Immunol. 2022;40(1):295–321.
23. Ivaneev A.I., Brzhezinskiy A.S., Karandashev V.K., Ermolin M.S., Fedotov P.S. Assessment of sources, environmental, ecological, and health risks of potentially toxic elements in urban dust of Moscow megacity, Russia. Chemosphere. 2023;321:138142.
24. Ivaneev A.I., Ermolin M.S., Fedotov P.S., Faucher S., Lespes G. Sedimentation field-flow fractionation in thin channels and rotating columns: from analytical to preparative scale separations. Sep. Purif. Rev. 2020;50(4):363–379.
25. Vorobjeva N., Prikhodko A., Galkin I., Pletjushkina O., Zinovkin R., Sud’ina G., Chernyak B., Pinegin B. Mitochondrial reactive oxygen species are involved in chemoattractant-induced oxidative burst and degranulation of human neutrophils in vitro. Eur. J. Cell Biol. 2017;96(3):254–265.
26. Vorobjeva N., Galkin I., Pletjushkina O., Golyshev S., Zinovkin R., Prikhodko A., Pinegin V., Kondratenko I., Pinegin B., Chernyak B. Mitochondrial permeability transition pore is involved in oxidative burst and NETosis of human neutrophils. Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 2020;1866(5):165664.
27. Chanput W., Mes J.J., Wichers H.J. THP-1 cell line: an in vitro cell model for immune modulation approach. Int. Immunopharmacol. 2014;23(1):37–45.
28. Mohd Yasin Z.N., Mohd Idrus F.N., Hoe C.H., Yvonne-Tee G.B. Macrophage polarization in THP-1 cell line and primary monocytes: a systematic review. Differentiation. 2022;128:67–82.
29. Kettler K., Giannakou C., de Jong W.H., Hendriks A.J., Krystek P. Uptake of silver nanoparticles by monocytic THP-1 cells depends on particle size and presence of serum proteins. J. Nanopart. Res. 2016;18(9):286.
30. Premshekharan G., Nguyen K., Zhang H., Forman H.J., Leppert V.J. Low dose inflammatory potential of silica particles in human-derived THP-1 macrophage cell culture studies – mechanism and effects of particle size and iron. Chem. Biol. Interact. 2017;272:160–171.
31. Brzicova T., Javorkova E., Vrbova K., Zajicova A., Holan V., Pinkas D., Philimonenko V., Sikorova J., Klema J., Topinka J., Rossner P. Jr. Molecular responses in THP-1 macrophage-like cells exposed to diverse nanoparticles. Nanomaterials. 2019;9(5):687
32. Zijno A., Cavallo D., Di Felice G., Ponti J., Barletta B., Butteroni C., Corinti S., De Berardis B., Palamides J., Ursini C.L., Fresegna A.M., Ciervo A., Maiello R., Barone F. Use of a common European approach for nanomaterials’ testing to support regulation: a case study on titanium and silicon dioxide representative nanomaterials. J. Appl. Toxicol. 2020;40(11):1511–1525.
33. Smulders S., Kaiser J.-P., Zuin S., Van Landuyt K.L., Golanski L., Vanoirbeek J., Wick P., Hoet P.H. Contamination of nanoparticles by endotoxin: evaluation of different test methods. Part. Fibre Toxicol. 2012;9:41.
34. Bhor V.M., Thomas C.J., Surolia N., Surolia A. Polymyxin B: an ode to an old antidote for endotoxic shock. Mol. Biosyst. 2005;1(3):213–222.
35. Monopoli M.P., Aberg C., Salvati A., Dawson K.A. Biomolecular coronas provide the biological identity of nanosized materials. Nat. Nanotechnol. 2012;7(12):779–786.
36. Neagu M., Piperigkou Z., Karamanou K., Engin A.B., Docea A.O., Constantin C., Negrei C., Nikitovic D., Tsatsakis A. Protein bio-corona: critical issue in immune nanotoxicology. Arch. Toxicol. 2017;91(3):1031–1048.
37. Cai K., Wang A.Z., Yin L., Cheng J. Bio-nano interface: The impact of biological environment on nanomaterials and their delivery properties. J. Control Release. 2017;263:211–222.
38. Bianchi M.G., Allegri M., Chiu M., Costa A.L., Blosi M., Ortelli S., Bussolati O, Bergamaschi E. Lipopolysaccharide adsorbed to the bio-corona of TiO 2 nanoparticles powerfully activates selected pro-inflammatory transduction pathways. Front. Immunol. 2017;8:866.
39. Li Y., Shi Z., Radauer-Preiml I., Andosch A., Casals E., Luetz-Meindl U., Cobaleda M., Lin Z., Jaberi-Douraki M., Italiani P., Horejs-Hoeck J., Himly M., Monteiro-Riviere N.A., Duschl A., Puntes V.F., Boraschi D. Bacterial endotoxin (lipopolysaccharide) binds to the surface of gold nanoparticles, interferes with biocorona formation and induces human monocyte inflammatory activation. Nanotoxicology. 2017;11(9–10):1157–1175.
40. Borregaard N., Cowland J.B. Granules of the human neutrophilic polymorphonuclear leukocyte. Blood. 1997;89(10):3503–3521.
41. Guthrie L.A., McPhail L.C., Henson P.M., Johnston R.B. Jr. Priming of neutrophils for enhanced release of oxygen metabolites by bacterial lipopolysaccharide. Evidence for increased activity of the superoxide-producing enzyme. J. Exp. Med. 1984;160(6):1656–1671.
42. Goodridge H.S., Wolf A.J., Underhill D.M. Betaglucan recognition by the innate immune system. Immunol. Rev. 2009;230(1):38–50.
43. Forehand J.R., Pabst M.J., Phillips W.A., Johnston R.B. Jr. Lipopolysaccharide priming of human neutrophils for an enhanced respiratory burst. Role of intracellular free calcium. J. Clin. Invest. 1989;83(1):74–83.
44. Böhmer R.H., Trinkle L.S., Staneck J.L. Dose effects of LPS on neutrophils in a whole blood flow cytometric assay of phagocytosis and oxidative burst. Cytometry. 1992;13(5):525–531.
45. Wan J., Shan Y., Fan Y., Fan C., Chen S., Sun J., Zhu L., Qin L., Yu M., Lin Z. NF-κB inhibition attenuates LPS-induced TLR4 activation in monocyte cells. Mol. Med. Rep. 2016;14(5):4505–4510.
46. Martinon F, Burns K, Tschopp J. The inflammasome: a molecular platform triggering activation of inflammatory caspases and processing of proIL-beta. Mol. Cell. 2002;10(2):417–426.
47. Kagi T., Naganuma R., Inoue A., Noguchi T., Hamano S., Sekiguchi Y., Hwang G.W., Hirata Y., Matsuzawa A. The polypeptide antibiotic polymyxin B acts as a pro-inflammatory irritant by preferentially targeting macrophages. J. Antibiot. 2022;75(1):29–39.
48. Arango Duque G., Descoteaux A. Macrophage cytokines: involvement in immunity and infectious diseases. Front. Immunol. 2014;5:491.
49. Barnes P.J. The cytokine network in chronic obstructive pulmonary disease. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 2009;41(6):631–638.
50. Matera M.G., Calzetta L., Cazzola M. TNF-alpha inhibitors in asthma and COPD: we must not throw the baby out with the bath water. Pulm. Pharmacol. Ther. 2010;23(2):121–128.
51. Rincon M., Irvin C.G. Role of IL-6 in asthma and other inflammatory pulmonary diseases. Int. J. Biol. Sci. 2012;8(9):1281–1290.
52. Barnes P.J. Targeting cytokines to treat asthma and chronic obstructive pulmonary disease. Nat. Rev. Immunol. 2018;18(7):454–466.
53. Osei E.T., Brandsma C.-A., Timens W., Heijink I.H., Hackett T.-L. Current perspectives on the role of interleukin-1 signalling in the pathogenesis of asthma and COPD. Eur. Respir. J. 2020;55(2):1900563.
Рецензия
Для цитирования:
Павлюченкова А.Н., Воробьева Н.В., Дашкевич А.А., Зиновкина Л.А., Иванеев А.И., Ермолин М.С., Федотов П.С., Зиновкин Р.А., Челомбитько М.А., Черняк Б.В. Наночастицы городской пыли вызывают провоспалительную активацию нейтрофилов и макрофагов. Вестник Московского университета. Серия 16. Биология. 2024;79(3):211-220. https://doi.org/10.55959/MSU0137-0952-16-79-3-5
For citation:
Pavlyuchenkova A.N., Vorobyeva N.V., Dashkevich A.A., Zinovkina L.A., Ivaneev A.I., Ermolin M.S., Fedotov P.S., Zinovkin R.A., Chelombitko M.A., Chernyak B.V. Urban dust nanoparticles induce proinflammatory activation of neutrophils and macrophages. Vestnik Moskovskogo universiteta. Seriya 16. Biologiya. 2024;79(3):211-220. (In Russ.) https://doi.org/10.55959/MSU0137-0952-16-79-3-5