Изучение структурных особенностей нетранскрибируемых спейсеров 5S-рДНК Citrus sinensis и C. Reticulata
https://doi.org/10.55959/MSU0137-0952-16-79-4-3
Аннотация
Апельсин (Citrus sinensis) и мандарин (C. reticulata) являются экономически важными сельскохозяйственными растениями, которые выращиваются во многих странах мира, в том числе и на юге России. В связи с этим широко проводятся их генетические исследования, включающие как секвенирование отдельных локусов, так и полногеномное секвенирование. Одними из важнейших локусов генома являются массивы генов 5S рибосомной РНК, которые представляют собой тандемные повторы. Их мономеры состоят из консервативной кодирующей 120-нуклеотидной части и нетраскрибируемого спейсера (NTS), который часто имеет различную длину и последовательность у разных видов. В данной работе были секвенированы и изучены 8 NTS апельсина (сорт Гамлин) и 16 NTS мандарина (мандарин иволистный – 3, сорт Карликовый Уншиу – 8, Тиахара – 4 и Уншиу – 1). Полученные NTS имели различную длину и были разделены на два класса – NTS_218 (длиной 217–221 п.о.) и NTS_381 (длиной 381 п.о.). Была изучена внутренняя структура NTS обоих классов и распределение характерных для NTS ДНК-мотивов. Полученные результаты расширяют теоретическое понимание природы NTS и знание о строении NTS у близкородственных видов. Они могут быть использованы при анализе гибридов и сортов цитрусовых, выведенных с участием апельсина и мандарина.
При поддержке: Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (проект № 23-16-00234 «Молекулярно-цитогенетическое изучение рода Цитрус (Citrus) для использования в селекции»).
Об авторах
О. С. Александров
Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной биотехнологии
Россия
Россия
Александров Олег Сергеевич – канд. биол. наук, ст. науч. сотр. Лаборатории клеточной инженерии
127550, г. Москва, ул. Тимирязевская, д. 42, Тел.: 8-499-976-65-44
Д. В. Романов
Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной биотехнологии
Россия
Россия
Романов Дмитрий Викторович – канд. биол. наук, ст. науч. сотр. Лаборатории прикладной геномики и частной селекции сельскохозяйственных растений
127550, г. Москва, ул. Тимирязевская, д. 42, Тел.: 8-499-976-65-44
Список литературы
1. Wu G.A., Terol J., Ibanez V., et al. Genomics of the origin and evolution of Citrus. Nature. 2018;554(7692):311–316.
2. Жбели А., Сорокопудов В.Н. Перспективы выращивания цитрусовых культур в Cирии. Вест. Ланд. Арх. 2021;28:18–21.
3. Budiarto R., Pratita D. Citrus export performances of Southeast Asian Countries: A comparative analysis. Teknotan. 2022;16:7–12.
4. Kapuya T., Chinembiri E.K., Kalaba M.W. Identifying strategic markets for South Africa’s Citrus exports. Agrekon. 2014;53(1):124–158.
5. Márquez O., Borda R.C., Márquez F., Bravo L.R. Production and export of peruvian mandarin to the Russian Federation market, as a business opportunity, period 2013–2017. J. Glob. Manag. Sci. 2018;1(1):22–29.
6. Lachman J., Tacsir E., Pereyra M. Public–private cooperation and the provision of public goods for lemons and citrus exports from Argentina and Uruguay. J. Agribus. Dev. Emerg. Econ. 2022;12(4):604–619.
7. The Citrus Genome. Eds. A. Gentile, S. La Malfa, Z. Deng. Cham.: Springer Nature Switzerland AG; 2020. 294 pp.
8. Gmitter F.G., Chen C., Machado M.A. de Souza A.A., Ollitrault P., Froehlicher Y., Shimizu T. Citrus genomics. Tree Genet. Genomes. 2021;8(3):611–626.
9. Su H.J., Hogenhout S.A., Al-Sadi A.M., Kuo C.H. Complete chloroplast genome sequence of Omani Lime (Citrus aurantiifolia) and comparative analysis within the Rosids. PloS One. 2014;9(11):e113049.
10. Xu Q., Chen L.L., Ruan X. et al. The draft genome of sweet orange (Citrus sinensis). Nat. Genet. 2013;45:59–66.
11. Sun L., Nasrullah, Ke F., Nie Z., Wang P., Xu J. Citrus genetic engineering for disease resistance: past, present and future. Int. J. Mol. Sci. 2019;20(21):5256.
12. Moraleva А.А., Deryabin А.S., Rubtsov Yu.P., Rubtsovа М.P., Dontsova О.А. Eukaryotic Ribosome Biogenesis: The 60S Subunit. Acta Naturae. 2022;14(2):39–49.
13. Барков А.Н., Трубникова Е.В., Стабровская Н.В. Молекулярные особенности организации и транскрипции рибосомных генов. Уч. зап. Эл. Науч. Журн. КГУ. 2007;1:54–73.
14. Little R.D., Braaten D.C. Genomic organization of human 5 S rDNA and sequence of one tandem repeat. Genomics. 1989;4(3):376–383.
15. Petrová I., Fajkus J. The rDNA loci – intersections of replication, transcription, and repair pathways. Int. J. Mol. Sci. 2021;22(3):1302.
16. Wicke S., Costa A., Muñoz J., Quandt D. Restless 5S: the re-arrangement(s) and evolution of the nuclear ribosomal DNA in land plants. Mol. Phylogenet. Evol. 2011;61(2):321–332.
17. Sastri D.C., Hilu K., Appels R., Lagudah E.S., Playford J., Baum B.R. An overview of evolution in plant 5S DNA. Pl. Syst. Evol. 1992;183(3–4):169–181.
18. Yang Y.W., Tseng P.F., Tai P.Y., Chang Ch.J. Phylogenetic position of Raphanus in relation to Brassica species based on 5S rRNA spacer sequence data. Bot. Bull. Acad. Sin. 1998;39(3):153–160.
19. Brown G.R, Carlson J.E. Molecular cytogenetics of the genes encoding 18s-5.8s-26s rRNA and 5s rRNA in two species of spruce (Picea). Theoret. Appl. Genet. 1997;95(1–2):1–9.
20. Liu Z.L., Zhang D., Wang X.Q., Ma X.F., Wang X.R. Intragenomic and interspecific 5S rDNA sequence variation in five Asian pines. Am. J. Bot. 2003;90(1):17–24.
21. Matyácek R., Fulnecek J., Lim K.Y., Leitch A.R., Kovarík A. Evolution of 5S rDNA unit arrays in the plant genus Nicotiana (Solanaceae). Genome. 2002;45(3)556–562.
22. Baum B.R., Edwards T., Johnson D.A. Codependence of repetitive sequence classes in genomes: phylogenetic analysis of 5S rDNA families in Hordeum (Triticeae: Poaceae). Genome. 2010;53(3):180–202.
23. Alexandrov O.S., Karlov G.I. Development of 5S rDNA-based molecular markers for the identification of Populus deltoides Bartr. ex-Marshall, Populus nigra L., and their hybrids. Forests. 2018;9(10):604.
24. Alexandrov O.S., Karlov G.I. The development of Populus alba L. and Populus tremula L. species specific molecular markers based on 5S rDNA nontranscribed spacer polymorphism. Forests. 2019;10(12):1092.
25. Alexandrov O.S., Karlov G.I. The development of new species-specific molecular markers based on 5S rDNA in Elaeagnus L. species. Plants. 2021;10(12):2713.
26. Alexandrov O.S., Divashuk M.G., Karlov G.I. Development of the St/J/Vgenome specific molecular marker on basis of 5S-rDNA polymorphism. Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2018;73(1):18–23.
27. Alexandrov O.S., Kroupin P.Yu., Karlov G.I., Divashuk M.G. The improvement of the CAPS-marker for St, J and V subgenome identification in Triticeae tribe plants using the 5S non-transcribed spacer polymorphism. Res. Crops. 2024;25(1):12–19.
28. Alexandrov O.S., Razumova O.V., Karlov G.I. A comparative study of 5S rDNA non-transcribed spacers in Elaeagnaceae species. Plants. 2021;10(1):4.
29. Negi M.S., Rajagopal J., Chauhan N., Cronn R., Lakshmikumaran M. Length and sequence heterogeneity in 5S rDNA of Populus deltoides. Genome. 2002;45(6):1181–1188.
30. Fernández M., Ruiz M.L., Linares C., Fominaya A., Pérez de la Vega M. 5S rDNA genome regions of Lens species. Genome. 2005;48(5):937–942.
31. Cruz V.P., Oliveira C., Foresti F. An intriguing model for 5S rDNA sequences dispersion in the genome of fresh water stingray Potamotrygon motoro (Chondrichthyes: Potamotrygonidae). Mol. Biol. 2015;49(3):466–469.
32. Campo D., Machado-Schiaffino G., Horreo J.L., Garcia-Vazquez E. Molecular organization and evolution of 5S rDNA in the genus Merluccius and their phylogenetic implications. J. Mol. Evol. 2009;68(3):208–216.
33. Deiana A.M., Cau A., Salvadori S., Coluccia E., Cannas R., Milia A. Tagliavini J. Major and 5S ribosomal sequences of the largemouth bass Micropterus salmoides (Perciformes, Centrarchidae) are localized in GC-rich regions of the genome. Chromosome Res. 2000;8(3):213–218.
34. Moran P., Garcia-Vazquez E. Identification of highly prized commercial fish using a PCR-based methodology. Biochem. Mol. Biol. Educ. 2006;34(2)121–124.
35. Gornung E., De Innocentilis S., Annesi F., Sola L. Zebrafish 5S rRNA genes map to the long arms of chromosome 3. Chromosome Res. 2000;8(4):362.
36. Williamson R., Brownlee G.G. The sequence of 5S ribosomal RNA from two mouse cell lines. FEBS Lett. 1969;3(5):306–308.
37. Bhatia S., Singh K., Jagannathan V., Lakshmikumaran, M. Organization and sequence analysis of the 5S rRNA genes in Brassica campestris. Plant Sci. 1993;92(1):47–55.
38. Fernández-Tajes, J., Méndez, J. Identification of the razor clam species Ensis arcuatus, E. siliqua, E. directus, E. macha, and Solen marginatus using PCR-RFLP analysis of the 5S rDNA region. J. Agr. Food Chem. 2007;55(18):7278–7282.
39. Falistocco E., Passeri V., Marconi G. Investigations of 5S rDNA of Vitis vinifera L.: sequence analysis and physical mapping. Genome. 2007;50(10):927–938.
40. Doyle J.J., Doyle J.L. Isolation of plant DNA from fresh tissue. Focus. 1990;12(1):13–15.
41. Razumova O.V., Alexandrov O.S., Divashuk M.G., Sukhorada T.I., Karlov G.I. Molecular cytogenetic analysis of monoecious hemp (Cannabis sativa L.) cultivars reveals its karyotype variations and sex chromosomes constitution. Protoplasma. 2016;253(3):895–901.
42. GeneDoc: Analysis and visualization of genetic variation. [Электронный ресурс] URL: http://www.nrbsc.org/gfx/genedoc/ebinet.htm (дата обращения: 09.08.2024).
43. Wilson N. Genome analysis of Populus species: assessment of genetic diversity of P. deltoides, characterization of wide hybrids and phylogenetic analysis using molecular markers. New Delhi: Teri University, 2013. 177 pp.
44. Baum B.R., Bailey L.G. The 5S rDNA units in Kengyilia (Poaceae: Triticeae): Diversity of the nontranscribed spacer and genomic relationships. Can. J. Bot. 2000;78(12):1571–1579.
45. Baum B.R., Edwards T., Johnson D.A. Diversity within the genus Elymus (Poaceae: Triticeae) as investigated by the analysis of the nr5S rDNA variation in species with St and H haplomes. Mol. Genet. Genomics. 2015;290(1):329–342.
46. Baum B.R., Johnson D.A. The molecular diversity of the 5S rRNA gene in barley (Hordeum vulgare). Genome. 1994;37(6):992–998.
47. Baum B.R, Edwards T., Johnson D.A. Loss of 5S rDNA units in the evolution of Agropyron, Pseudoroegneria, and Douglasdeweya. Genome. 2008;51(8):589–598.
48. Scoles G.J., Gill B.S, Xin Z.-Y., Clarke B.C., McIntyre C.L., Chapman C., Appels R. Frequent duplication and deletion events in the 5S RNA genes and the associated spacer regions of the Triticeae. Pl. Syst. Evol. 1988;160(1–2):105–122.
49. Beridze T.G., Tsirekidze N.I., Roitberg M.A. On the tertiary structure of satellite DNA. Biochimie. 1992;74(2):187–194.
50. Murphy M.R., Fowlkes D.M., Fitzgerald-Hayes M. Analysis of centromere function in Saccharomyces cerevisiae using synthetic centromere mutants. Chromosoma. 1991;101(3):189–197.
51. Martinez-Balbas A., Rodrigues-Campo A., GarciaRamirez, M., Sainz J., Carrera P., Aymami J., Azorin F. Satellite DNAs contain sequences that induced curvature. Biochemistry. 1990;29(9):2342–2348.
52. Matyasek R., Gazdova B., Fajkus J., Bezděk M. NTRS, a new family of highly repetitive DNAs specific for the T1 chromosome of tobacco. Chromosoma. 1997;106(6):369–379.
53. Kralovics R., Fajkus J., Kovařik A., Bezděk, M. DNA curvature of the tobacco GRS repetitive sequence family and its relation to nucleosome positioning. J. Biomol. Struct. Dyn. 1995;12(5):1103–1119.
54. Fann J.-Y., Kovarik A., Hemleben V., Tsirekidze N.I., Beridze T.G. Molecular and structural evolution of Citrus satellite DNA. Theor. Appl. Genetics. 2001;103():1068–1073.
55. Alexandrov O.S., Karlov G.I. Molecular cytogenetic analysis and genomic organization of major DNA repeats in castor bean (Ricinus communis L.). Mol. Genet. Genomics. 2016;291(2);775–787.
56. Murray V. The frequency of poly(G) tracts in the human genome and their use as a sensor of DNA damage. Comput. Biol. Chem. 2015;54:13–17.
57. Spiegel J., Adhikari S., Balasubramanian S. The structure and function of DNA G-quadruplexes. Trends Chem. 2020;2(2):123–136.
58. Fleming, A.M., Zhou J., Wallace S.S., Burrows C.J. A role for the fifth G-track in G-quadruplex forming oncogene promoter sequences during oxidative stress: do these ‘‘spare tires’’ have an evolved function? ACS Cent. Sci. 2015;1(5):226–233.
59. Fleming, A.M., Ding Y., Burrows C.J. Oxidative DNA damage is epigenetic by regulating gene transcription via base excision repair. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2017;114(10):2604–2609.
60. Cogoi S., Ferino A., Miglietta G., Pedersen E.B., Xodo L.E. The regulatory G4 motif of the Kirsten ras (KRAS) gene is sensitive to guanine oxidation: implications on transcription. Nucleic Acids Res. 2018;46(2):661–676.
61. Bielskutė S., Plavec J., Podbevšek P. Impact of oxidative lesions on the human telomeric G-quadruplex. J. Am. Chem. Soc. 2019;141(6):2594–2603.
62. Lee H.T., Bose A., Lee C.Y., Opresko P.L., Myong S. Molecular mechanisms by which oxidative DNA damage promotes telomerase activity. Nucleic Acids Res. 2017;45(20):11752–11765.
63. Bjornsdottir G., Myers L.C. Minimal components of the RNA polymerase II transcription apparatus determine the consensus TATA box. Nucleic Acids Res. 2008;36(9):2906–2916.
64. Alexandrov O.S., Evtukhov A.V., Kiselev I.I., Karlov G.I. Molecular genetic features of 5S rDNA nontranscribed spacer in Hippophae rhamnoides L. Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2016;71(4):57–60.
65. Животовский Л. А. Микросателлитная изменчивость в популяциях человека и методы ее изучения. Инф. Вест. ВОГиС. 2006;10(1):74–96.
66. Anmarkrud J.A., Kleven, O., Bachmann, L., Lifjeld J.T. Microsatellite evolution: Mutations, sequence variation, and homoplasy in the hypervariable avian microsatellite locus HrU10. BMC Evol. Biol. 2008;8:138.
Рецензия
Для цитирования:
Александров О.С., Романов Д.В. Изучение структурных особенностей нетранскрибируемых спейсеров 5S-рДНК Citrus sinensis и C. Reticulata. Вестник Московского университета. Серия 16. Биология. 2024;79(4):298-305. https://doi.org/10.55959/MSU0137-0952-16-79-4-3
For citation:
Alexandrov O.S., Romanov D.V. Study of structural features of 5S rDNA non-transcribed spacers of Citrus sinensis and C. reticulata. Vestnik Moskovskogo universiteta. Seriya 16. Biologiya. 2024;79(4):298-305. (In Russ.) https://doi.org/10.55959/MSU0137-0952-16-79-4-3
Просмотров:
90
Послать статью по эл. почте 