Зависимость адаптации штамма Glutamicibacter sp. SMB32 к высокой солености среды от стадии роста и температуры

При неблагоприятных условиях клетки бактерий синтезируют низкомолекулярные органические соединения, известные как совместимые вещества, которые даже в высоких концентрациях не оказывают негативного действия на метаболизм. В данной работе исследовали влияние температурного режима и фазы роста культуры на синтез этих соединений штаммом Glutamicibacter sp. SMB32, филогенетически родственным виду Glutamicibacter halophytocola, в условиях повышенной солености среды. В клетках на экспоненциальной фазе роста количество глутамата увеличивалось при повышении солености среды до 5% NaCl, но при 8% и 10% NaCl имело обратную зависимость от осмолярности среды культивирования. Содержание трегалозы в клетках штамма SMB32 возрастало с повышением солености среды до 5% NaCl, но в присутствии 8% и 10% NaCl ее количество значимо не изменялось. Положительная корреляция внутриклеточного количества с соленостью среды выявлена только для пролина. Между тем, в клетках, выросших до стационарной фазы роста в присутствии 5% и 10% NaCl, пролин не обнаружен. При этом в клетках возрастало содержание трегалозы. В настоящей работе впервые проведено исследование влияния комбинированного действия абиотических факторов на синтез вторичных метаболитов клетками бактерий рода Glutamicibacter. Показано, что одновременное действие высокого осмотического давления (5% NaCl) и повышенной температуры (32ºC) приводит к аддитивному эффекту в отношении соединения, на синтез которого они влияли по отдельности. Так, в клетках штамма SMB32 отмечено многократное увеличение уровня синтеза трегалозы, задействованной в адаптации клеток как к повышенному осмотическому давлению среды, так и к воздействию высокой температуры. Комбинированное действие абиотических факторов не оказывало влияния на количество пролина в клетках. Полученные данные могут лечь в основу разработки методов управления метаболическим состоянием автохтонных бактерий рода Glutamicibacter путем внесения растворов совместимых веществ в соотношении, подобранном с учетом действующих абиотических факторов.

1. CHEN M., Xiao X., Wang P., Zeng X., Wang F. Arthrobacter ardleyensis sp. nov., isolated from Antarctic lake sediment and deep-sea sediment. Arch. Microbiol. 2005;183(4):301–305.

2. Irlinger F., Bimet F., Delettre J., Lefèvre M., Grimont P.A.D. Arthrobacter bergerei sp. nov. and Arthrobacter arilaitensis sp. nov., novel coryneform species isolated from the surfaces of cheeses. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005;55(1):457–462.

3. Feng W.-W., Wang T.-T., Bai J.-L., Ding P., Xing K., Jiang J.-H., Peng X., Qin S. Glutamicibacter halophytocola sp. nov., an endophytic actinomycete isolated from the roots of a coastal halophyte, Limonium sinense. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2017;67(5):1120–1125.

4. Romaniuk K., Golec P., Dziewit L. Insight into the diversity and possible role of plasmids in the adaptation of psychrotolerant and metalotolerant Arthrobacter spp. to extreme Antarctic environments. Front. Microbiol. 2018;9:3144.

5. Das L, Deb S., Das S.K. Glutamicibacter mishrai sp. nov., isolated from the coral Favia veroni from Andaman Sea. Arch. Microbiol. 2020;202(4):733–745.

6. Roh S.W., Sung Y., Nam Y.-D., Chang H.-W., Kim K.-H., Yoon J.-H., Jeon C. O., Oh H.-M., Bae J.-W. Arthrobacter soli sp. nov., a novel bacterium isolated from wastewater reservoir sediment. J. Microbiol. 2008;46(1):40–44.

7. Ястребова О.В., Малышева А.А., Плотникова Е.Г. Галотолерантные бактерии рода Glutamicibacter – деструкторы терефталевой кислоты. Прикладная биохимия и микробиология. 2022;58(5):476–483.

8. Wang H.-F., Li L., Zhang Y.-G., Hozzein W.N., Zhou X.-K., Liu W.-H., Duan Y.-Q., Li W.-J. Arthrobacter endophyticus sp. nov., an endophytic actinobacterium isolated from root of Salsola affinis C. A. Mey. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2015;65(7):2154–2160.

9. Qin S., Feng W.-W., Zhang Y.-J., Wang T.-T., Xiong Y.-W., Xing K. Diversity of bacterial microbiota of coastal halophyte Limonium sinense and amelioration of salinity stress damage by symbiotic plant growth-promoting actinobacterium Glutamicibacter halophytocola KLBMP 5180. Appl. Environ. Microbiol. 2018;84(19):e01533-18.

10. Xiong Y.-W., Gong Y., Li X.-W., Chen P., Ju X.-Y., Zhang C.-M., Yuan B., Lv Z.-P., Xing K., Qin S. Enhancement of growth and salt tolerance of tomato seedlings by a natural halotolerant actinobacterium Glutamicibacter halophytocola KLBMP 5180 isolated from a coastal halophyte. Plant Soil. 2019;445:307–322.

11. Nishu S.D., Hyun H.R., Lee T.K. Complete genome sequence of drought tolerant plant growth-promoting rhizobacterium Glutamicibacter halophytocola DR408. Korean J. Microbiol. 2019;55(3):300–302.

12. Ананьина Л.Н., Горбунов А.А., Шестакова Е.А., Пьянкова А.А., Плотникова Е.Г. Совместимые вещества, накапливаемые клетками штамма Glutamicibacter sp. SMB32 в ответ на действие абиотических факторов окружающей среды. Микробиология. 2023;92(5):490–499.

13. Galinski E.A. Compatible solutes of halophilic eubacteria: molecular principles, water-solute interaction, stress protection. Experientia. 1993;49(6):487–496.

14. Godard T., Zühlke D., Richter G., Wall M., Rohde M., Riedel K., Poblete-Castro I., Krull R., Biedendieck R. Metabolic rearrangements causing elevated proline and po- lyhydroxybutyrate accumulation during the osmotic adaptation response of Bacillus megaterium. Front. Bioeng. 2020;8:47.

15. Chodkowski J.L., Shade A. Exometabolite dyna- mics over stationary phase reveal strain-specific responses. mSystems. 2020;5(6):e00493-20.

16. Goude R., Renaud S., Bonnassie S., Bernard T., Blanco C. Glutamine, glutamate, and glucosylglycerate are the major osmotic solutes accumulated by Erwinia chrysanthemi Strain 3937. Appl. Environ. Microbiol. 2004;70(11):6535–6541.

17. Roder A., Hoffmann E., Hagemann M., Berg G. Synthesis of the compatible solutes glucosylglycerol and trehalose by salt-stressed cells of Stenotrophomonas strains. FEMS Microbiol. Lett. 2005;243(1):219–226.

18. Essendoubi M., Brhada F., Eljamali J.E., Filali-Maltouf A., Bonnassie S., Georgeault S., Blanco C., Jebbar M. Osmoadaptative responses in the rhizobia nodulating Acacia isolated from south-eastern Moroccan Sahara. Environ. Microbiol. 2007;9(3):603–611.

19. Saum S.H., Müller V. Growth phase-dependent switch in osmolyte strategy in a moderate halophile: ectoine is a minor osmolyte but major stationary phase solute in Halobacillus halophilus. Environ. Microbiol. 2008;10(3):716–726.

20. Anan’ina L.N., Kosheleva I.А., Plotnikova E.G. Bacterial consortium as a model for studying the response of the microbial community of the Verkhnekamsk salt mining region to combined pollution. Теоретическая и прикладная экология. 2022;2:116–123.

21. Plotnikova E.G., Anan’ina L.N., Krausova V.I., Ariskina E.V., Prisyazhnaya N.V., Lebedev A.T., Dema- kov V.A., Evtushenko L.I. Thalassospira permensis sp. nov., a new terrestrial halotolerant bacterium isolated from a naphthalene-utilizing microbial consortium. Microbiology. 2011;80(5):703–712.

22. Bernard T., Jebbar M., Rassouli Y., HimdiKabbab S., Hamelin J., Blanco C. Ectoine accumulation and osmotic regulation in Brevibacterium linens. J. Gen. Microbiol. 1993;139(1):129–136.

23. Лакин Г.Ф. Биометрия. Учебное пособие для университетов и педагогических институтов. М.: Высшая школа; 1973. 343 с.

24. Madkour M.A., Smith L.T., Smith G.M. Preferential osmolyte accumulation: a mechanism of osmotic stress adaptation in diazotrophic bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 1990;56(9):2876–2881.

25. Brill J., Hoffmann T., Bleisteiner M., Bremer E. Osmotically controlled synthesis of the compatible solute proline is critical for cellular defense of Bacillus subtilis against high osmolarity. J. Bacteriol. 2011;193(19):5335–5346.

26. Frings E., Kunte H., Galinski E.A. Compatible so- lutes in representatives of the genera Brevibacterium and Corynebacterium: Occurrence of tetrahydropyrimidines and glutamine. FEMS Microbiology Letters. 1993;109(1):25–32.

27. Матвеева Н.И, Воронина Н.А., Борзенков И.А., Плакунов В.К., Беляев С.С. Состав и количественное содержание осмопротекторов в клетках нефтеокисляющих бактерий при разных условиях культивирования. Микробиология. 1997;66(1):32–37.

28. Anan’ina L.N, Gorbunov A.A., Pyankova A.A. Physiological response of the moderately halophilic psychrotolerant strain Chromohalobacter sp. N1 to salinity change and low temperature. Can. J. Microbiol. 2021;67(4):342–348.

29. Болтянская Ю.В., Деткова Е.Н., Шумский А.Н., Дулов Л.Е., Пушева М.А. Осмоадаптация у представителей галоалкалофильных бактерий из содовых озер. Микробиология. 2005;74(6):738–744.

30. Деткова Е.Н., Болтянская Ю.В. Связь между стратегией осмоадаптации, аминокислотным составом общего клеточного белка и свойствами некоторых ферментов галоалкалофильпых бактерий. Микробиология. 2006;75(3):312–319.

31. Friesen S., Fedotova M.V., Kruchinin S.E., Buchner R. Hydration and dynamics of l-glutamate ion in aqueous solution. Phys. Chem. Chem. Phys. 2021;23:1590–1600.

32. Daub C.D., Leung K., Luzar A. Structure of aqueous solutions of monosodium glutamate. J. Phys. Chem. 2009;113(21);7687–7700.

33. Pagnotta S.E., McLain S.E., Soper A.K., Bruni F., Ricci M.A. Water and trehalose: how much do they interact with each other. J. Phys. Chem B. 2010;114(14):4904–4908.

34. Dmitrieva O.A., Fedotova M.V., Buchner R. Evidence for cooperative Na+ and Cl− binding by strongly hydrated L-proline. Phys. Chem. Chem. Phys. 2017;19:20474–20483.

35. Zevenhuizen L.P. Levels of trehalose and glycogen in Arthrobacter globiformis under conditions of nutrient starvation and osmotic stress. Anton. Leeuw. Int. J. G. 1992;61(1):61–68.

36. Комарова Т.И., Коронелли Т.В., Тимохина Е.А. Роль низкомолекулярных азотистых соединений в осмотолерантности бактерий родов Rhodococcus и Arthrobacter. Микробиология. 2002;71(2):166–170.

37. Köcher S., Tausendschön M., Thompson M., Saum S.H., Müller V. Proline metabolism in the moderately halophilic bacterium Halobacillus halophilus: differential regulation of isogenes in proline utilization. Environ. Microbiol. Rep. 2011;3(4):443–448.

38. Hengge-Aronis R., Klein W., Lange R., Rimmele M., Boos W. Trehalose synthesis genes are controlled by the putative sigma factor encoded by rpoS and are involved in stationary-phase thermotolerance in Escherichia coli. J. Bacteriol. 1991;173(24):7918–7924.

39. Jaishankar J., Srivastava P. Molecular basis of stationary phase survival and applications. Front. Microbiol. 2017;8:2000.

40. Kumar N., Roy J.I. Effect of trehalose on protein structure. Protein Sci. 2009;18(1):24–36.

41. Liu W., Huang Z., He X., Jiang P., Huo X., Lu Z., Liu B. Impacts of trehalose and l-proline on the thermodynamic nonequilibrium phase change and thermal properties of normal saline. Cryobiology. 2020;96:92–98.

42. Pereira C.S., Lins R.D., Chandrasekhar I., Frei- tas L.C.G., Hunenberger P.H. Interaction of the disaccharide trehalose with a phospholipid bilayer: a molecular dynamics study. Biophys. J. 2004;86(4):2273–2285.

43. Ahlgren K., Olsson C., Ermilova I., Swenson J. New insights into the protein stabilizing effects of trehalose by comparing with sucrose. Phys. Chem. Chem. Phys. 2023;25(32):21215–21226.

44. Cánovas D., Fletcher S.A., Hayashi M., Csonka L.N. Role of trehalose in growth at high temperature of Salmonella enterica serovar typhimurium. J. Bacteriol. 2001;183(11):3365–3371.

45. Reina-Bueno M., Argandoña M., Salvador M., Rodríguez-Moya J., Iglesias-Guerra F., Csonka L.N., Nieto J.J., Vargas C. Role of trehalose in salinity and temperature tolerance in the model halophilic bacterium Chromohalobacter salexigens. PLoS One. 2012;7(3):e33587.

46. Reina-Bueno M., Argandoña M., Nieto J.J., Hidalgo-García A., Iglesias-Guerra F., Delgado M.J., Vargas C. Role of trehalose in heat and desiccation tolerance in the soil bacterium Rhizobium etli. BMC Microbiol. 2012;12:207.

47. Kandror O., DeLeon A., Goldberg A.L. Trehalose synthesis is induced upon exposure of Escherichia coli to cold and is essential for viability at low temperatures. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2002;99(15):9727–9732.