Экто-АТФазы, морфометрия и теплопродукционная активность эритроцитов хрящевых и костистых черноморских рыб

Изучены активность экто-АТФазы и размерные характеристики эритроцитов у двух видов хрящевых и десяти видов костных рыб, а также теплопродукционная активность суспензии эритроцитов у Scorpaena porcus и Raja clavata. Показано, что активность экто-АТФазы красных клеток крови (red blood cells – RBC) между хрящевыми рыбами различается в 1,5 раза и составляет у Raja clavata 3,1 нмоль Ф_н / мин / мкл RBC, а у Dasyatis pastinaca – 2,1 нмоль Ф_н / мин / мкл RBC. Для эритроцитов костистых рыб характерна более значительная изменчивость активности экто-АТФазы, которая между своими крайними значениями различалась более, чем в 60 раз (у Scorpaena porcus она составила 6,4 нмоль Ф_н / мин / мкл RBC, у Spicara flexuosa и некоторых других видов – 0,1 нмоль Ф_н / мин / мкл RBC). При сравнении размерных характеристик эритроцитов и величин активности экто-АТФазы была показана прямая связь между этими показателями. Исследование теплопродукции суспензий эритроцитов морской лисицы и скорпены показало, что при добавлении АТФ к суспензии выделенных клеток (1 мг / мл) происходит значительное увеличение температуры в экспериментальной ячейке. Эритроциты морской лисицы и скорпены демонстрировали разную динамику генерации тепла. Так ΔТ, генерируемая эритроцитами скатов, была почти в два раза ниже, чем в эритроцитах скорпены. Общая продолжительность процесса генерации тепла до максимума ΔТ в суспензии эритроцитов морской лисицы была почти в четыре раза короче, чем у скорпены. Однако процесс понижения температуры в суспензии эритроцитов скорпены происходил в два с лишним раза медленнее, чем у морской лисицы. Полученные результаты показали, что экто-АТФазы эритроцитов рыб, по-видимому, несут функцию источника локальной генерации тепла на поверхности эритроцита и, тем самым, могут быть глубоко интегрированы в функционирование мембраны клетки и всего кровотока в целом.

1. Венкстерн Т.В., Энгельгардт В.А. Поверхностнолокализованная аденозин-полифосфатаза ядерных эритроцитов. Докл. Акад. наук СССР. 1955;102(1):133–136.

2. Венкстерн Т.В., Энгельгардт В.А. Распространение экто-аденозилполифосфатазы и характеристика некоторых ее свойств. Биохимия. 1957;22(5):911–916.

3. Bencic D.C., Yates T.J., Ingermann R.L. Ecto – ATPase activity of vertebrate blood cells. Physiol. Zool. 1997;70(6):621–630.

4. González-Alonso J., Olsen D. B., Saltin B. Erythrocyte and the regulation of human skeletal muscle blood flow and oxygen delivery. Role of circulating ATP. Circ. Res. 2002;91(11):1046–1055.

5. Jensen F.B., Agnisola C., Novak I. ATP release and extracellular nucleotidase activity in erythrocytes and coronary circulation of rainbow trout. Comp. Biochem. Physiol. A Mol. Integr. Physiol. 2009;152(3):351–356.

6. Пищенко Е.В. Гематология пресноводных рыб. Новосибирск: Новосиб. Гос. Аграр. Ун-т; 2002. 48 с.

7. Girish V., Vijavalakshmi A. Affordable image analysis using NIH Image/Image. Indian J. Cancer. 2004;41(1):41–47.

8. Acharya G., Mohanty P.K., Comparative cetomorphometry of red blood cells of some fishes. African J. Biol. Sci. 2019;1(1):23–32

9. Казеннов А.М., Маслова М.Н., Савина Г.В. Сравнительная характеристика свойств Na+, K+- АТФазы эритроцитов человека и карпа Cyprinus carpio. Ж. эвол. биохим. физиол. 1984;20(2):167–173.

10. Казеннов А.М., Маслова М.Н. Особенности активации детергентами Na, K-аденозинтрифосфатазы головного мозга позвоночных. Ж. эвол. биохим. физиол. 1980;16(5):430–436.

11. Chen P.S., Toribara T.Y., Warner H. Microdetermination of phosphorus. Anal. Chem. 1956;28(11):1756–1758.

12. Stolbov A.Y., Mishurov V.G., Shadrin N.V. The macrocalorimetric method in hydrobiology: description of the pilot device. Mar. Ecol. 2009;77(3):94–96.

13. Mann T. Studies on the metabolism of semen. Biochem. J. 1945;39(5):451–458.

14. Rothstein A., Meier R. The relationship of the cell surface to metabolism I Phosphatases in the cell surface of living yeast cells. J. Comp. Cell. Physiol. 1948; 32(1) :77–95.

15. Sprague R.S., Stephenson A.H., Ellsworth M.L. Red not dead: signaling in and from erythrocytes. Trends Endocrinol. Metab. 2007;18(9):350–355.

16. Силкин Ю.А., Силкина Е.Н., Силкин М.Ю. Влияние солей азида фторида, ортованадата и ЭДТА натрия на экто-АТФазную активность эритроцитов скорпены (Scorpaena porcus L.) и морской лисицы (Raja clavata L.). Ж. эвол. биохим. физиол. 2021;57(5):380–391.

17. Glomski C.A., Tamburlin J., Hard R., Chatnani M. The phylogenetic odyssey of erythrocyte IV. The amphibians. Hystol. Hystopathol. 1997;12(1):147–170.

18. Лисничая Е.Н., Ефимов В.Г. Особенности исследования морфологического состава крови рептилий. Науково-технiчний бюллетень НОЦ бiобезпеки та екологiчного контролю ресурсiв АПК. 2014;2(1):1–13.

19. Zimmermann H., Zebisch M., Strater N. Cellular function and molecular structure of ecto-nucleotidases. Purinergic Signal. 2012;8(3):437–502.

20. Yegutkin G.G. Enzymes involved in metabolism of extracellular nucleotides and nucleosides: Functional implications and measurement of activities. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2014;49(6):473–497.

21. Кребс Е.М. Липиды клеточных мембран. Л.: Наука. 1981. 339 с.

22. Забеленский С.А., Чеботарева М.А., Шуколюкова Е.П., Никитина Е.Р., Кривченко А.И. Жирнокислотный состав фосфолипидов эритроцитов крысы при стрессе (длительное плавание). Ж. эвол. биохим. физиол. 2019;55(1):37–42.

23. Wan J., Ristenpart W. D., Stone H.A. Dynamics of shear-induced ATP release from red blood cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2008;105(43):16432–16437.

24. Aloni B., Shinitzky M., Livne A. Dynamics of erythrocyte lipids in intact cells, in ghost membranes and in liposomes. Biochim. Biophys. Acta. 1974;348(3):438–441.

25. Katiukhin L. N. About of mechanism of the Fahraeus-Lindquist-effec. J. Blood Disorders Transf. 2014;5(5):211–213.

26. Dickson K.A., Craham J. B. Evolution consequences of endothermy in fishes. Physiol. Biochem. Zool. 2004;77(6):998–1018.

27. Dolton H.R., Jackson A.L., Deavill R., Hall J., Hall G., McManus G.,Perkins M.W., Rolfe R.A., Snelling E.P., Houghton J.D.R., Sims D.W., Payne N.L. Regionally endothermic traits in planktivorous basking sharks Cetorhinus maximus. Endang. Species Res. 2023;51(2): 227–232.

28. Wegner N.C., Snodgrass O.E., Dewar H., Hyde J.R. Whole-body endothermy in a mesopelagic fish, the opah, Lampris guttatus. Science. 2015;348(6236):786–789.