ПРИМЕНЕНИЕ ИММОБИЛИЗОВАННЫХ МИКРОВОДОРОСЛЕЙ В БИОТЕХНОЛОГИИ

Полный текст:


Аннотация

Рассматривается иммобилизация клеток оксигенных фототрофных микроорганизмов — цианобактерий и эукариотических микроводорослей — в природе и в искусственных системах. В обзоре подчеркивается, что существование клеток микроорганизмов в прикрепленном состоянии, например, в составе биопленок, является широко распространенной в природе стратегией, обеспечивающей выживание клеток. Таким образом, искусственно иммобилизованные клетки оксигенных фототрофных микроорганизмов можно рассматривать как особую группу биомиметических материалов. Особое внимание уделено изучению влияния различных способов иммобилизации на физиологическое состояние клеток цианобактерий и микроводорослей, их устойчивость к стрессовым воздействиям, а также продуктивность культур, находящихся в иммобилизованном состоянии. В обзоре проводится анализ преимуществ и недостатков современных методов иммобилизации и используемых в настоящее время носителей. Освещаются возможности применения иммобилизованных культур оксигенных фототрофных микроорганизмов в различных областях биотехнологии, таких как получение биомассы и ценных метаболитов, сбор биомассы, очистка водных акваторий и сточных вод от тяжелых металлов, избытка биогенных элементов и органических загрязнителей.


Об авторах

С. Г. Васильева
Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Россия

канд. биол. наук, науч. сотр. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-43-10



Е. С. Лобакова
Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Россия

докт. биол. наук, проф., зам. зав. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-25-87



А. А. Лукьянов
Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Россия

канд. биол. наук, науч. сотр. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-43-10



А. Е. Соловченко
Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Россия

докт. биол. наук, проф. кафедры биоинженерии биологического факультета МГУ. Тел.: 8-495-939-25-87



Список литературы

1. Costerton J.W., Lewandowski Z., Caldwell D.E., Korber D.R., Lappin-Scott H.M. Microbial biofilms // Ann. Rev. Microbiol. 1995. Vol. 49. N 1. P. 711–745.

2. Mallick N. Biotechnological potential of immobilized algae for wastewater N, P and metаl removal: A review // Biometals. 2002. Vol. 15. N 4. P. 377–390.

3. Eroglu E., Smith S.M., Raston C.L. Application of various immobilization techniques for algal bioprocesses // Biomass and biofuels from microalgae / Ed. by N.R. Moheimani, M.P. McHenry, K. de Boer, and P. Bahri. Berlin: Springer, 2015. P. 19–44.

4. Звягинцев Д., Добровольская Т., Лысак Л. Растения как центры формирования бактериальных сообществ // Ж. общ. биол. 1993. Т. 54. № 5. P. 183–199.

5. Герасименко Л., Заварзин Г. Реликтовые циано-бактериальные сообщества // Проблемы доантропогенной эволюции биосферы / Под ред. А.Ю. Розанова. М.: Наука, 1993. C. 222–253.

6. Сироткин А.С., Шагинурова Г., Ипполитов К. Агрегация микроорганизмов: флокулы, биопленки, микробные гранулы. Казань: Изд-во Фэн, 2007. 160 с.

7. Романова Ю., Гинцбург А. Бактериальные биопленки как естественная форма существования бактерий в окружающей среде и организме хозяина // Ж. микробиол., эпидемиол. иммунобиол. 2011. Т. 3. С. 99–109.

8. Заварзин Г. Эволюция геосферно-биосферной системы // Природа. 2003. T. 1. C. 27– 35.

9. Branda S.S., Vik A., Friedman L., Kolter R. Biofilms: the matrix revisited // Trends Microbiol. 2005. Vol. 13. N 1. P. 20–26.

10. Wingender J., Neu T., Flemming H. Microbial Extracellular Polymeric Substances: Characterisation, Structure and Function. Berlin: Springer, 1999. 123 p.

11. Trench R. Microalgal-invertebrate symbioses-a review // Endocyt. Cell. Res. 1993. Vol. 9. N 2–3. P. 135–175.

12. Lopez A., Lazaro N., Marques A.M. The interphase technique: a simple method of cell immobilization in gelbeads // J. Microbiol. Methods. 1997. Vol. 30. N 3. P. 231–234.

13. Синицын А., Райнина Е., Лозинский В., Спасов С. Иммобилизованные клетки микроорганизмов. М.: Издательство МГУ, 1994. 288 с.

14. de-Bashan L.E., Bashan Y. Immobilized microalgae for removing pollutants: review of practical aspects // Biores. Technol. 2010. Vol. 101. N 6. P. 1611–1627.

15. Hameed M., Ebrahim O. Biotechnological potential uses of immobilized algae // J. Agric. Biol. 2007. N 1. Vol. 9. P. 183–192.

16. Moreno-Garrido I. Microalgae immobilization: current techniques and uses // Biores. Technol. 2008. Vol. 99. N 10. P. 3949–3964.

17. Akhtar N., Iqbal J., Iqbal M. Removal and recovery of nickel (II) from aqueous solution by loofa sponge-immobilized biomass of Chlorella sorokiniana: characterization studies // J. Hazard. Mater. 2004. Vol. 108. N 1. P. 85–94.

18. Travieso L., Benitez F., Weiland P., Sanchez E., Dupeyron R., Dominguez A. Experiments on immobilization of microalgae for nutrient removal in wastewater treatments // Biores. Technol. 1996. Vol. 55. N 3. P. 181–186.

19. Ghosh M., Gaur J. Current velocity and the establishment of stream algal periphyton communities // Aquat. Bot. 1998. Vol. 60. N 1. P. 1–10.

20. Nayar S., Goh B., Chou L., Reddy S. In situ microcosms to study the impact of heavy metals resuspended by dredging on periphyton in a tropical estuary // Aquatic Toxicol. 2003. Vol. 64. N 3. P. 293–306.

21. Danilov R.A., Ekelund N. Comparison of usefulness of three types of artificial substrata (glass, wood and plastic) when studying settlement patterns of periphyton in lakes of different trophic status // J. Microbiol. Methods. 2001. Vol. 45. N 3. P. 167–170.

22. Burdin K., Bird K. Heavy metal accumulation by carrageenan and agar producing algae // Botanica Marina. 1994. Vol. 37. N 5. P. 467–470.

23. Khattar J., Sarma T., Singh D. Removal of chromium ions by agar immobilized cells of the cyanobacterium Anacystis nidulans in a continuous flow bioreactor // Enz. Microbiol Technol. 1999. Vol. 25. N 7. P. 564–568.

24. Schreiter P., Gillor O., Post A., Belkin S., Schmid R., Bachmann T. Monitoring of phosphorus bioavailability in water by an immobilized luminescent cyanobacterial reporter

25. strain // Biosens. Bioelectron. 2001. Vol. 16. N 9. P. 811–818.

26. Suzuki T., Yamaguchi T., Ishida M. Immobilization of Prototheca zopf in calcium-alginate beads for the degradation of hydrocarbons // Process Biochem. 1998. Vol. 33. N 5. P. 541– 646.

27. Leino H., Kosourov S.N., Saari L., Sivonen K., Tsygankov A.A., Aro E.-M., Allahverdiyeva Y. Extended H2 photoproduction by N2-fixing cyanobacteria immobilized in thin alginate films // Intern. J. Hydrogen Energy. 2012. Vol. 37. N 1. P. 151–161.

28. Mallick N., Rai L. Removal of inorganic ions from wastewaters by immobilized microalgae // World J. Microbiol. Biotechnol. 1994. Vol. 10. N 4. P. 439–443.

29. Lau P., Tam V, Wong Y. Effect of carrageenan immobilization on the physiological activities of Chlorella vulgaris // Bioresour. Technol. 1998. Vol. 63. N 2. P. 115–121.

30. Singh Y. Photosynthetic activity, and lipid and hydrocarbon production by alginatemmobilized cells of Botryococcus in relation to growth phase // J. Microbiol. Biotech. 2003. Vol. 13. N 5. P. 687–691.

31. de-Bashan L.E., Bashan Y., Moreno M., Lebsky V.K., Bustillos J.J. Increased pigment and lipid content, lipid variety, and cell and population size of the microalgae Chlorella spp. when co-immobilized in alginate beads with the microalgaegrowth-promoting bacterium Azospirillum brasilense // Canad. J. Microbiol. 2002. Vol. 48. N 6. P. 514–521.

32. Moreno-Garrido I., Campana O., Lubián L., Blasco J. Calcium alginate immobilized marine microalgae: experiments on growth and short-term heavy metal accumulation // Mar. Pollut. Bull. 2005. Vol. 51. N 8. P. 823–829.

33. Joo D., Cho M., Lee J., Park J., Kwak J., Han Y., Bucholz R. New strategy for the cultivation of microalgae using microencapsulation // J. Microencaps. 2001. Vol. 18. N 5. P. 567–576.

34. Blanco A., Sanz B., Llama M., Serra J. Biosorption of heavy metals to immobilised Phormidium laminosum biomass // J. Biotech. 1999. Vol. 69. N 2. P. 227–240.

35. Garbisu C., Gil J., Bazin M., Hall D., Serra J. Removal of nitrate from water by foam- immobilized Phormidium laminosum in batch and continuous-flow bioreactors // J. Appl. Phycol. 1991. Vol. 3. N 3. P. 221–234.

36. Aguilar-May B., del Pilar Sánchez-Saavedra M., Lizardi J., Voltolina D. Growth of Synechococcus sp. immobilized in chitosan with different times of contact with NaOH // J. Appl. Phycol. 2007. Vol. 19. N 2. P. 181–183.

37. Banerjee M., Mishra S., Chatterjee J. Scavenging of nickel and chromium toxicity in Aulosira fertilissima by immobilization: Effect on nitrogen assimilating enzymes // Electr. J. Biotech. 2004. Vol. 7. N 3. P. 13–14.

38. Thakur A., Kumar H. Use of natural polymers as immobilizing agents and effects on the growth of Dunaliella salina and its glycerol production // Acta Biotech. 1999. Vol. 19. N 1. P. 37–44.

39. Lebeau T., Moan R., Turpin V., Robert J. Alginateentrapped Haslea ostrearia as inoculum for the greening of oysters // Biotech. Tech. 1998. Vol. 12. N 11. P. 847–850.

40. Cassidy M., Lee H., Trevors J. Environmental applications of immobilized microbial cells: a review // J. Industr. Microbiol. 1996. Vol. 16. N 2. P. 79–101.

41. Jeanfils J., Collard F. Effect of immobilizing Scenedesmus obliquus cells in a matrix on oxygen evolution and fluorescence properties // Europ. J. Appl. Microbiol. Biotech. 1983. Vol. 17. N 4. P. 254–257.

42. Robinson P., Goulding K., Mak A., Trevan M. Factors affecting the growth characteristics of alginate-entrapped Chlorella // Enz. Microbiol. Technol. 1986. Vol. 8. N 12. P. 729–733.

43. Takaichi S. Carotenoids in algae: distributions, biosynthese and functions // Mar. Drugs. 2011. Vol. 9. N 6. P. 1101–1118.

44. Gudin C., Thepenier C. Bioconversion of solar energy into organic chemicals by microalgae // Advan. Biotech. Proces. 1986. Vol. 6. P. 73–110.

45. Matsunaga T., Sudo H., Takemasa H., Wachi Y., Nakamura N. Sulfated extracellular polysaccharide production by the halophilic cyanobacterium Aphanocapsa halophytia immobilized on light-diffusing optical fibers // Appl. Microbiol. Biotech. 1996. Vol. 45. N 1–2. P. 24–27.

46. Rao K., Hall D. Photosynthetic production of fuels and chemicals in immobilized systems // Trends Biotech. 1984. Vol. 2. N 5. P. 124–129.

47. Kannaiyan S., Rao K., Hall D. Immobilization of Anabaena azollae from Azolla filiculoides in polyvinyl foam for ammonia production in a photobioreactor system //World J. Microb. Biot. 1994. Vol. 10. N 1. 55–58.

48. Melis A., Zhang L., Forestier M., Ghirardi M., Seibert M. Sustained photobiological hydrogen gas production upon reversible inactivation of oxygen evolution in the green alga Сhlamydomonas reinhardtii // Plant Physiol. 2000. Vol. 122. N 1. P. 127–136.

49. Kosourov S., Seibert M. Hydrogen photoproduction by nutrient deprived Chlamydomonas reinhardtii cells immobilized within thin alginate films under aerobic and anaerobic conditions // Biotech. Bioeng. 2009. Vol. 102. N 1. P. 50–58.

50. Laurinavichene T., Kosourov S., Ghirardi M., Seibert M., Tsygankov A. Prolongation of H2 photoproduction by immobilized, sulfur-limited Chlamydomonas reinhardtii cultures // J. Biotechnol. 2008. Vol. 134. N 3. P. 275–277.

51. Kayano H., Karube I., Matsunaga T., Suzuki S., Nakayama O. A photochemical fuel cell system using Anabaena N-7363 // Europ. J. Appl. Microbiol. Biotech. 1981. Vol. 12. N 1. P. 1–5.

52. Solovchenko A., Lukyanov A., Vasilieva S., Savanina Y., Solovchenko O., Lobakova E. Possibilities of bioconversion of agricultural waste with the use of microalgae // Moscow

53. Univ. Biol. Sci. Bull. 2013. Vol. 68. N 4. P. 206–215.

54. Abe K., Takahashi E., Hirano M. Development of laboratory-scale photobioreactor for water purification by use of a biofilter composed of the aerial microalga Trentepohlia

55. aurea (Chlorophyta) // J. Appl. Phycol. 2008. Vol. 20. N 3. P. 283–288.

56. Travieso L., Benitez F., Dupeiron R. Sewage treatment using immobilied microalgae // Biores. Technol. 1992. Vol. 40. N 2. P. 183–187.

57. de la Noüe J., Proulx D. Biological tertiary treatment of urban wastewaters with chitosan-immobilized Phormidium // Appl. Microbiol. Biotech. 1988. Vol. 29. N 2–3. P. 292–297.

58. Garbayo I., Vigara A., Conchon V., Dos Santos V., Vílchez C. Nitrate consumption alterations induced by alginateentrapment of Chlamydomonas reinhardtii cells // Process Biochem. 2000. Vol. 36. N 5. P. 459–466.

59. Sawayama S., Rao K., Hall D. Nitrate and phosphate ion removal from water by Phormidium laminosum immobilized on hollow fibres in a photobioreactor // Appl. Microbiol. Biotech. 1998. Vol. 49. N 4. P. 463–468.

60. Nascimento C., Xing B. Phytoextraction: a review on enhanced metal availability and plant accumulation // Scientia agricola. 2006. Vol. 63. N 3. P. 299–311.

61. Malik A. Metal bioremediation through growing cells // Environ. Int. 2004. Vol. 30. N 2. P. 261–278.

62. Da Costa A.C.A., De França F.P. Cadmium uptake by biosorbent seaweeds: adsorption isotherms and some process conditions // Separat. Science Technol. 1996. Vol. 31. N 17. P. 2373–2393.

63. Alhakawati M., Banks C. Removal of copper from aqueous solution by Ascophyllum nodosum immobilised in hydrophilic polyurethane foam // J. Environ. Manag. 2004. Vol. 72. N 4. P. 195–204.

64. Jang L., Nguyen D., Geesey G. Selectivity of alginate gel for Cu over Zn when acidic conditions prevail // Water Res. 1999. Vol. 33. N 12. P. 2817–2825.

65. Akhtar N., Iqbal M., Zafar S., Iqbal J. Biosorption characteristics of unicellular green alga Chlorella sorokiniana immobilized in loofa sponge for removal of Cr (III) // J. Environ. Sci. 2008. Vol. 20. N 2. P. 231–239.

66. Bayramoglu G., Tuzun I., Celik G., Yilmaz M., Arica M. Biosorption of mercury (II), cadmium (II) and lead (II) ions from aqueous system by microalgae Chlamydomonas reinhardtii immobilized in alginate beads // Int. J. Mineral Process. 2006. Vol. 81. N 1. P. 35– 43.

67. Nakajima A., Horikoshi T., Sakaguchi T. Recovery of uranium by immobilized microorganisms // Eur. J. Appl. Microbiol. Biotech. 1982. Vol. 16. N 2–3. P. 88–91.

68. Dziwulska U., Bajguz A., Godlewska-Zylkiewicz B. The use of algae Chlorella vulgaris immobilized on cellex-T support for separation/preconcentration of trace amounts of platinum and palladium before GFAAS determination // Anal. Letters. 2004. Vol. 37. N 10. P. 2189–2203.


Дополнительные файлы

Для цитирования: Васильева С.Г., Лобакова Е.С., Лукьянов А.А., Соловченко А.Е. ПРИМЕНЕНИЕ ИММОБИЛИЗОВАННЫХ МИКРОВОДОРОСЛЕЙ В БИОТЕХНОЛОГИИ. Вестник Московского университета. Серия 16. Биология. 2016;(3):65-72.

For citation: Vasilieva S.G., Lobakova E.S., Lukyanov А.А., Solovchenko А.Е. IMMOBILIZED MICROALGAE IN BIOTECHNOLOGY. Vestnik Moskovskogo universiteta. Seriya 16. Biologiya. 2016;(3):65-72. (In Russ.)

Просмотров: 138

Обратные ссылки

  • Обратные ссылки не определены.


ISSN 0137-0952 (Print)