ВОЗМОЖНОСТИ ОПТИЧЕСКОГО МОНИТОРИНГА ФОСФОРНОГО ГОЛОДАНИЯ В СУСПЕНЗИОННЫХ КУЛЬТУРАХ МИКРОВОДОРОСЛИ CHLORELLA VULGARIS IPPAS C-1 (CHLOROPHYCEAE)

Исследования влияния обеспеченности неорганическим фосфором (Pi ), важным биогенным элементом, на рост и физиологические параметры одноклеточных водорослей важны для определения динамики численности и продуктивности фитопланктона в природных экосистемах и промышленных системах с целью культивирования этих организмов. Затруднения при проведении таких исследований связаны со сложной кинетикой поглощения Pi клетками и способностью микроводорослей к внутриклеточному запасанию фосфора. В этой связи необходимы эффективные способы экспресс-мониторинга состояния культур микроводорослей. Данным критериям отвечают методы, основанные на регистрации оптических свойств клеток, таких как поглощение и рассеяние света культурами и флуоресценции содержащегося в клетках хлорофилла. В настоящей статье описаны результаты мониторинга культуры зеленой микроводоросли Chlorella vulgaris IPPAS C-1, культивируемой в среде, не содержащей фосфора. Установлено, что и оптические (поглощение света в полосах фотосинтетических пигментов – хлорофиллов и каротиноидов), и люминесцентные (переменная флуоресценция хлорофилла) параметры отражают состояние культуры. При регистрации оптических свойств необходима коррекция вклада светорассеяния в общее ослабление света суспензиями клеток микроводорослей, при этом сам по себе уровень светорассеяния является точной мерой общего количества взвешенных частиц в суспензии. Однако мониторинг культур, содержащих значительное количество светорассеивающих частиц без фотосинтетических пигментов (таких как гетеротрофные бактерии) затруднен. Для подобных культур оптимальным является использование переменной флуоресценции – например, параметра Fv/Fm, отражающего максимальную фотохимическую эффективность фотосистемы II.

микроводоросли, светорассеяние, фосфорное голодание, флуоресценция хлорофилла, фотобиореактор, Chlorella vulgaris

1. Grossman A.R., Aksoy M. Algae in a phosphorus-limited landscape // Annual plant reviews. Vol. 48. Phosphorus metabolism in plants / Eds. W. Plaxton and H. Lambers. John Wiley & Sons, 2015. P. 337–374.

2. Solovchenko A., Verschoor A.M., Jablonowski N.D., Nedbal L. Phosphorus from wastewater to crops: An alternative path involving microalgae // Biotechnol. Adv. 2016. Vol. 34. N 5. P. 550–564.

3. Schreiber C., Schiedung H., Harrison L., Briese C., Ackermann B., Kant J., Schrey S.D., Hofmann D., Singh D., Ebenhöh O., Amelung W., Schurr U., Mettler-Altmann T., Huber G., Jablonowski N. D., Nedbal L. Evaluating potential of green alga Chlorella vulgaris to accumulate phosphorus and to fertilize nutrient-poor soil substrates for crop plants // J. Appl. Phycol. 2018. DOI 10.1007/s10811-018-1390-9.

4. Cembella A.D., Antia N.J., Harrison P.J. The utilization of inorganic and organic phosphorous compounds as nutrients by eukaryotic microalgae: A multidisciplinary perspective: Part I // Crit. Rev. Microbiol. 1982. Vol. 10. N 4. P. 317–391.

5. Antal T.K., Matorin D.N., Ilyash L.V., Volgusheva A.A., Osipov V.I., Konyuhov I.V., Krendeleva T.E., Rubin A.B. Probing of photosynthetic reactions in four phytoplanktonic algae with a PEA fluorometer // Photosynth. Res. 2009. Vol. 102. N. 1. P. 67–76.

6. Maxwell K., Johnson G. Chlorophyll fluorescence — a practical guide // J. Exp. Bot. 2000. Vol. 51. N 345. P. 659–668.

7. Matorin D.N., Antal T.K., Ostrowska M., Rubin A.B., Ficek D., Majchrowski R. Chlorophyll fluorimetry as a method for studying light absorption by photosynthetic pigments in marine algae // Oceanologia. 2004. Vol. 46. N 4. P. 519–531.

8. Solovchenko A., Gorelova O., Selyakh I., Pogosyan S., Baulina O., Semenova L., Chivkunova O., Voronova E., Konyukhov I., Scherbakov P. A novel CO2-tolerant symbiotic Desmodesmus (Chlorophyceae, Desmodesmaceae): Acclimation to and performance at a high carbon dioxide level // Algal Res. 2015. Vol. 11. P. 399–410.

9. Solovchenko A., Pogosyan S., Chivkunova O., Selyakh I., Semenova L., Voronova E., Scherbakov P., Konyukhov I., Chekanov K., Kirpichnikov M., Lobakova E. Phycoremediation of alcohol distillery wastewater with a novel Chlorella sorokiniana strain cultivated in a photobioreactor monitored on-line via chlorophyll fluorescence // Algal Res. 2014. Vol. 6. Part B. P. 234–241.

10. Solovchenko A., Merzlyak M., Khozin-Goldberg I., Cohen Z., Boussiba S. Coordinated carotenoid and lipid syntheses induced in Parietochloris incisa (Chlorophyta, Trebouxiophyceae) mutant deficient in Δ5 desaturase by nitrogen starvation and high light // J. Phycol. 2010. Vol. 46. N 4. P. 763–772.

11. Rippka R., Deruelles J., Waterbury J. B., Herdman M., Stanier R. Y. Generic assignments, strain histories and properties of pure cultures of cyanobacteria // J. Gen. Microbiol. 1979. Vol. 111. N 1. P. 1–61.

12. Nagul E.A., McKelvie I.D., Worsfold P., Kolev S.D. The molybdenum blue reaction for the determination of orthophosphate revisited: opening the black box // Analyt. Chim. Acta. 2015. Vol. 890. P. 60–82.

13. Merzlyak M.N., Naqvi K.R. On recording the true absorption spectrum and the scattering spectrum of a turbid sample: application to cell suspensions of the cyanobacterium Anabaena variabilis // J. Photochem. Photobiol. B. Biol. 2000. Vol. 58. N 2–3. P. 123–129.

14. Solovchenko A., Khozin-Goldberg I., Cohen Z., Merzlyak M. Carotenoid-to-chlorophyll ratio as a proxy for assay of total fatty acids and arachidonic acid content in the green microalga Parietochloris incisa // J. Appl. Phycol. 2009. Vol. 21. N 3. P. 361–366.

15. Merzlyak M.N., Chivkunova O.B., Maslova I.P., Naqvi K.R., Solovchenko A.E., Klyachko-Gurvich G.L. Light absorption and scattering by cell suspensions of some cyanobacteria and microalgae // Russ. J. Plant Physiol. 2008. Vol. 55. N 3. P. 464–470.

16. Aitchison P., Butt V. The relation between the synthesis of inorganic polyphosphate and phosphate uptake by Chlorella vulgaris // J. Exp. Bot. 1973. Vol. 24. N 3. P. 497–510.

17. Ruban A. V. Non-photochemical chlorophyll fluorescence quenching: mechanism and effectiveness in protection against photodamage // Plant Physiol. 2016. Vol. 170. N 4. P. 1903–1916.

18. Horton P. Developments in research on non-photochemical fluorescence quenching: Emergence of key ideas, theories and experimental approaches // Non-photochemical quenching and energy dissipation in plants, algae and cyanobacteria / Eds. B. Demmig-Adams, G. Garab,W. Adams III, and Govindjee. Dordrecht: Springer Netherlands, 2014. P. 73–95.

19. Shibata K. Dual wavelength scanning of leaves and tissues with opal glass // Biochim. Biophys. Acta. 1973. Vol. 304. N 2. P. 249–259.