Роль вторичного окислительного стресса в бактерицидном действии антибиотиков
Аннотация
Воздействие β-лактамных, фторхинолоновых и аминогликозидных антибиотиков вызывало усиление продукции пероксида водорода и активацию экспрессии генов защиты от окислительного стресса (OxyR-регулон) по принципу доза-эффект в клетках Escherichia coli. В условиях микроаэрации ослабление интенсивности вторичного окислительного стресса, вызванного воздействием антибиотика, за счет добавки антиоксиданта тиомочевины оказывало влияние на антибактериальную активность фторхинолонов. Добавка антиоксиданта потенцировала сублетальное (не вызывавшее снижение количества колониеобразующих единиц ниже уровня 103/мл) действие антибиотика и повышала выживаемость бактериальных клеток, подвергнутых действию летальных доз. В присутствии антиоксиданта экспрессия генов OxyR-регулона, активированная сублетальным воздействием антибиотика, снижалась до уровня нестрессированной культуры. В условиях воздействия летальных доз антибиотика при добавке тиомочевины также наблюдалось снижение экспрессии генов антиоксидантной защиты, однако повышенный по сравнению с контролем уровень экспрессии сохранялся. Это может свидетельствовать о двойственной роли активных форм кислорода в условиях воздействия антибиотиков как повреждающих агентов, вносящих вклад в гибель клеток, и как сигнальных молекул, активирующих защитные механизмы.
Ключевые слова
Об авторах
А. В. Ахова
Институт экологии и генетики микроорганизмов, Пермский федеральный исследовательский центр, УрО РАН
Ахова Анна Викторовна – канд. биол. наук, науч. сотр. лаборатории адаптации микроорганизмов ИЭГМ УрО РАН
614081, г. Пермь, ул. Голева, д. 13
Тел.: 8-342-212-2159
А. Г. Ткаченко
Институт экологии и генетики микроорганизмов, Пермский федеральный исследовательский центр, УрО РАН
Россия
Россия
Ткаченко Александр Георгиевич – докт. мед. наук, зав. лабораторией адаптации микроорганизмов ИЭГМ УрО РАН
614081, г. Пермь, ул. Голева, д. 13
Тел.: 8-342-212-2159
Список литературы
1. Albesa I., Becerra M., Battán P., Páez P. Oxidative stress involved in the antibacterial action of different antibiotics // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004. Vol. 317. N 2. P. 605–609.
2. Becerra M., Paez P., Larovere L., Albesa I. Lipids and DNA oxidation in Staphylococcus aureus as a consequence of oxidative stress generated by ciprofloxacin // Mol. Cell. Biochem. 2006. Vol. 285. N 1–2. P. 29–34.
3. Kohanski M., Dwyer D., Hayete B., Lawrence C., Collins J. A common mechanism of cellular death induced by bactericidal antibiotics // Cell. 2007. Vol. 130. N 5. P. 797–810.
4. Liu Y., Imlay J. Cell death from antibiotics without the involvement of reactive oxygen species // Science. 2013. Vol. 339. N 6124. P. 1210–1213.
5. Van Acker H., Coenye T. The role of reactive oxygen species in antibiotic-mediated killing of bacteria // Trends Microbiol. 2017. Vol. 25. N 6. P. 456–466.
6. Hong Y., Zeng J., Wang X., Drlica K., Zhao X. Poststress bacterial cell death mediated by reactive oxygen species // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2019. Vol. 116. N 20. P. 10064–10071.
7. Goswami M., Mangoli S., Jawali N. Involvement of reactive oxygen species in the action of ciprofloxacin against Escherichia coli // Antimicrob. Agents Chemother. 2006. Vol. 50. N 3. P. 949–954.
8. Wang X., Zhao X. Contribution of oxidative damage to antimicrobial lethality // Antimicrob. Agents Chemother. 2009. Vol. 53. N 4. P. 1395–1402.
9. Dwyer D., Belenky P., Yang J., et al. Antibiotics induce redox-related physiological alterations as part of their lethality // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2014. Vol. 111. N 20. P. 2100–2109.
10. Akhova A., Tkachenko A. ATP/ADP alteration as a sign of the oxidative stress development in Escherichia coli cells under antibiotic treatment // FEMS Microbiol. Lett. 2014. Vol. 353. N 1. P. 69–76.
11. Battan P., Barnes A., Albesa I. Resistance to oxidative stress caused by ceftazidime and piperacillin in a biofilm of Pseudomonas // Luminescence. 2004. Vol. 19. N 5. P. 265–70.
12. Boles B., Singh P. Endogenous oxidative stress produces diversity and adaptability in biofilm communities // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2008. Vol. 105. N 34. P. 12503–12508.
13. Kohanski M., DePristo M., Collins J. Sublethal antibiotic treatment leads to multidrug resistance via radicalinduced mutagenesis // Mol. Cell. 2010. Vol. 37. N. 3. P. 311–320.
14. Imlay J. Pathways of oxidative damage // Annu. Rev. Microbiol. 2003. Vol. 57. P. 395–418.
15. Koutsolioutsou A., Peña-Llopis S., Demple B. Constitutive soxR mutations contribute to multipleantibiotic resistance in clinical Escherichia coli isolates // Antimicrob. Agents Chemother. 2005. Vol. 49. N. 7. P. 2746–2752.
16. Sato Y., Unno Y., Miyazaki C., Ubagai T., Ono Y. Multidrug-resistant Acinetobacter baumannii resists reactive oxygen species and survives in macrophages // Sci. Rep. 2019. Vol. 9. N 1: 17462.
17. Ding H., Demple B. In vivo kinetics of a redoxregulated transcriptional switch // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1997. Vol. 94. N 16. P. 8445–8449.
18. Miller J.H. Experiments in molecular genetics. N.Y.: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1972. 466 pp.
19. Randall L. Reaction of thiol compounds with peroxidase and hydrogen peroxide // J. Biol. Chem. 1946. Vol. 164. N 2. P. 521–527.
20. Anbar M., Neta P. A compilation of specific bimolecular rate constants for the reactions of hydrated electrons, hydrogen atoms and hydroxyl radicals with inorganic and organic compounds in aqueous solution // Int. J. Appl. Radiat. Isot. 1967. Vol. 18. N 7. P. 493–523.
21. Kelner M., Bagnell R., Welch K. Thioureas react with superoxide radicals to yield a sulfhydryl compound. Explanation for protective effect against paraquat // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265. N 3. P. 1306–1311.
22. Mols M., Pier I., Zwietering M., Abee T. The impact of oxygen availability on stress survival and radical formation of Bacillus cereus // Int. J. Food Microbiol. 2009. Vol. 135. N 3. P. 303–311.
23. Fraud S., Poole K. Oxidative stress induction of the MexXY multidrug efflux genes and promotion of aminoglycoside resistance development in Pseudomonas aeruginosa // Antimicrob. Agents Chemother. 2011. Vol. 55. N 3. P. 1068–1074.
24. Wang X., Kim Y., Hong S., Ma Q., Brown B., Pu M., Tarone A., Benedik M., Peti W., Page R., Wood T. Antitoxin MqsA helps mediate the bacterial general stress response // Nat. Chem. Biol. 2011. Vol. 7. N 6. P. 359–366.
25. Tkachenko A. Stress responses of bacterial cells as mechanism of development of antibiotic tolerance // Appl. Biochem. Microbiol. 2018. Vol. 54. N 2. P. 108–127.
При поддержке: Работа выполнена в рамках государственного задания, номер госрегистрации темы АААА-А19-119112290009-1.
Для цитирования:
Ахова А.В., Ткаченко А.Г. Роль вторичного окислительного стресса в бактерицидном действии антибиотиков. Вестник Московского университета. Серия 16. Биология. 2020;75(4):258-264.
For citation:
Akhova A.V., Tkachenko A.G. Role of secondary oxidative stress in the bactericidal action of antibiotics. Vestnik Moskovskogo universiteta. Seriya 16. Biologiya. 2020;75(4):258-264. (In Russ.)
Просмотров: 23
Послать статью по эл. почте 