Механизмы устойчивости к клинически значимым антибиотикам штаммов бактерий рода Bacillus, выделенных из образцов, доставленных с международной космической станции

Российский сегмент Международной космической станции, как закрытая среда обитания, является благоприятной средой для развития микроорганизмов. Там встречаются бактерии и грибы разных систематических групп, некоторые из которых могут приводить к возникновению инфекций. Так, опасность представляют отдельные виды спорообразующих бактерий рода Bacillus. У семи штаммов бактерий этого рода, выделенных из проб, полученных на станции, определена устойчивость к таким β-лактамным антибиотикам, как пенициллин, ампициллин, меропенем, ряду производных цефалоспорина I-го (цефазолин), II-го (цефуроксим), III-го (цефтриаксон, цефоперазон, цефтазидим), IV-го (цефепим) поколений, а также аминоциклитольному антибиотику спектиномицину. Установлено, что все эти штаммы устойчивы к пенициллину и ампициллину со значением минимальной ингибирующей концентрации (МИК) от 16 до 2048 мкг/мл, а также к антибиотикам цефалоспоринового ряда и меропенему со значением МИК от 2 до 2048 мкг/мл. Резистентность бактерий к спектиномицину, применяемому у пациентов с аллергией на β-лактамы пенициллины и цефалоспорины, находится в диапазоне МИК от 32 до 2048 мкг/мл. Отсутствие активных эффлюкс-насосов у B. licheniformis 7-12 с высокими значениями МИК к пенициллину и ампициллину, позволило предположить наличие у этого штамма механизма β-лактамазной защиты от этих антибиотиков. Еще у трех штаммов, устойчивых к пенициллину и ампициллину (B. subtilis 14-12, Bacillus sp. R2HG21, Bacillus sp. HEP3B2) функционирует другой механизм защиты – активный транспорт антибиотика из клетки, опосредованный наличием эффлюкс-насосов, функционирующих за счет электрохимического потенциала клеточной мембраны. Показано, что у шести штаммов исследованных бацилл резистентность к производным цефалоспорина III-IV-го поколений цефтриаксону, цефтазидиму, цефепиму и аминоциклитольному антибиотику спектиномицину также очевидно обеспечивается системами активного оттока ксенобиотиков, относящимися к группе второстепенных транспортеров.

1. Mora M., Mahnert A., Koskinen K., Pausan M.R., Oberauner-Wappis L., Krause R., Perras A.K., Gorkiewicz G., Berg G., Moissl-Eichinger C. Microorganisms in confined habitats: microbial monitoring and control of intensive care units, operating rooms, cleanrooms and the International Space Station // Front Microbiol. 2016. Vol. 7: 1573.

2. Mora M., Perras A., Alekhova T., Wink L., Krause R., Aleksandrova A., Novozhilova T., Moissl-Eichinger C. Resilient microorganisms in dust samples of the International Space Station-survival of the adaptation specialists // Microbiome. 2016. Vol. 4. N 1. P. 65–85.

3. Alekhova T.A.,Zakharchuk L.M., Tatarinova N.Y., Kadnikov V.V., Mardanov A.V., Ravin N.V. Skryabin K.G. Diversity of bacteria of the genus Bacillus on board of international space station // Dokl. Biochem. Biophys. 2015. Vol. 465. N 1. Р. 104–107.

4. Coil D.A., Neches R.Y., Lang J.M., Brown W.E., Severance M., Cavalier D.D., Eisen J.A. Growth of 48 built environment bacterial isolates on board the International Space Station (ISS) // Peer J. 2016. Vol. 4: e1842.

5. Moissl-Eichinger C., Cockell C., Rettberg P. Venturing into new realms? Microorganisms in space // FEMS Microbiol. Rev. 2016. Vol. 40. N 5. P. 722–737.

6. Checinska A., Probst A.J., Vaishampayan P., White J.R., Kumar D., Stepanov V.G., Fox G.E., Nilsson H.R., Pierson D.L., Perry J., Venkateswaran K. Microbiomes of the dust particles collected from the International Space Station and Spacecraft Assembly Facilities // Microbiome. 2015. Vol. 3. N 1. P. 50–68.

7. Vaishampayan K.P., Cisneros J., Pierson D.L., Rogers S.O., Perry J. International Space Station environmental microbiome-microbial inventories of ISS filter debris // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014. Vol. 98. N 14. P. 6453–6466.

8. Farrar W.E., Reboli A.C. The genus Bacillus— Medical // The Prokaryotes. Handbook on the biology of bacteria, vol. 4. Bacteria: Firmicutes, Cyanobacteria / Eds. M. Dworkin, S. Falkow, E. Rosenberg, K.-H. Schleifer, and E. Stackebrandt. N.Y.: Springer-Verlag, 2006. P. 609–630.

9. Janda J.M., Abbot S.L. 16S rRNA gene sequencing for bacterial identification in the diagnostic laboratory: pluses, perils, and pitfalls // J. Clin. Microbiol. 2007. Vol. 45. N 9. P. 2761–2764.

10. Elshikh M., Ahmed S., Funston S., Dunlop P., McGaw M., Marchant R., Banat I.M. Resazurin-based 96- well plate microdilution method for the determination of minimum inhibitory concentration of biosurfactants // Biotechnol. Lett. 2016. Vol. 38. N 6. P. 1015–1019.

11. Ardebili A., Lari A.R., Talebi M. Correlation of ciprofloxacin resistance with the AdeABC efflux system in Acinetobacter baumannii clinical isolates // Ann. Lab. Med. 2014. Vol. 34. N 6. P. 433–438.

12. Li X.Z., Nikaido H. Efflux-mediated drug resistance in bacteria // Drugs. 2004. Vol. 64. N 2. P. 159–204.

13. Timmery S., Hu X., Mahillon J. Characterization of Bacilli isolated from the confined environments of the Antarctic Concordia station and the International Space Station // Astrobiology. 2011. Vol. 11. N 4. P. 323–334.

14. Horneck G., Moeller R., Cadet J., Douki T., Rocco L., Mancinelli R.L., Wayne L., Nicholson W.L., Panitz C., Rabbow E., Rettberg P., Spry A., Stackebrandt E., Vaishampayan P., Venkateswaran K.J. Resistance of bacterial endospores to outer space for planetary protection purposes – Experiment PROTECT of the EXPOSE-E Mission // Astrobiology. 2012. Vol. 12. N 5. P. 445–456.

15. Gaci N., Borrel G., Tottey W., O’Toole P.W., Brugère J-F. Archaea and the human gut: new beginning of an old story // World J. Gastroenterol. 2014. Vol. 20. N 43. P. 16062–16078.

16. Nolivos S., Cayron J., Dedieu A., Page A., Delolme F., Lesterlin C. Role of AcrAB-TolC multidrug efflux pump in drug-resistance acquisition by plasmid transfer // Science. 2019. Vol. 364. N 6442. P. 778–782.

17. Foster T.J. Antibiotic resistance in Staphylococcus aureus. Current status and future prospects // FEMS Microbiol. Rev. 2017. Vol. 41. N 3. P. 430–449.

18. Piddock L.J.V. Multidrug-resistance efflux pumps? Not just for resistance // Nat. Rev. Microbiol. 2006. Vol. 4. N 8. P. 629–636.

19. Poole K. Efflux pumps as antimicrobial resistance mechanisms // Ann. Med. 2007. Vol. 39. N 3. P. 162–176.

20. Blair J.M.A., Richmond G.E., Piddock L.J.V. Multidrug efflux pumps in gram-negative bacteria and their role in antibiotic resistance // Future Microbiol. 2014. Vol. 9. N 10. P. 1165–1177.

21. Peleg A.Y., Adams J., Paterson D.L. Tigecycline efflux as a mechanism for nonsusceptibility in Acinetobacter baumannii // Antimicrob. Agents Chemother. 2007. Vol. 51. N 6. P. 2065–2069.

22. Baranova N., Elkins C.A. Antimicrobial drug efflux pumps in other gram-positive bacteria // Efflux-mediated antimicrobial resistance in bacteria. Mechanisms, regulation and clinical implications / Eds. X. Li, C.A. Elkins, and H.I. Zgurskaya. Cham: Springer, 2018. P. 197–218.

23. Masaoka Y., Ueno Y., Morita Y., Kuroda T., Mizushima T., Tsuchiya T. A two-component multidrug efflux pump, EbrAB, in Bacillus subtilis // J. Bacteriol. 2000. Vol. 182. N 8. P. 2307–2310.

24. Zhang Z.C., Pornillos M.O., Chang X.G., Saier M.H. Functional characterization of the heterooligomeric EbrAB multidrug efflux transporter of Bacillus subtilis // Biochemistry. 2007. Vol. 46. N 17. P. 5218–5225.

25. Van Houdt R., Mijnendonckx K., Leys N. Microbial contamination monitoring and control during human space missions // Planet Space Sci. 2012. Vol. 60. N 1. P. 115–120.