Оценка целлюлозоразрушающей активности актинобактерий, ассоциированных с муравьями

Среди актинобактерий, выделенных из муравьев Camponotus vagus, Formica cunicularia и Lasius niger, а также материала их гнезд и интактных почв, был проведен отбор штаммов, обладающих высокой целлюлазной активностью на среде с карбоксиметилцеллюлозой, с применением красителя Конго красный. Тестирование культуральных жидкостей исследуемых штаммов на среде с карбоксиметилцеллюлозой в сравнении с растворами коммерческого препарата целлюлазы позволило произвести также количественную оценку активности отдельных штаммов, которая была подтверждена методом измерения эндо-1,4-глюконазной активности по методу с 3,5-динитросалициловой кислотой. Три наиболее активных штамма актинобактерий были выделены из муравьев Camponotus vagus, Lasius niger и Formica cunicularia и принадлежали к роду Streptomyces. Нуклеотидные  последовательности  генов  16S  рРНК  штаммов  Streptomyces  sp.  Fu₂, Streptomyces  sp.  Ln9,  Streptomyces  sp.  Pe₃   депонированы  в  GenBank  под  номерами MN227506,  MN227508  и  MG  705182  соответственно.  Удельная  эндоглюканазная и β-глюкозидазная активность данных штаммов соответствует таковой у целлюлозои лигнинразрушающих стрептомицетов, описанных в литературе.

1. Lynd L. R. The grand challenge of cellulosic biofuels // Nat. Biotechnol. 2017. Vol. 35. N 10. P. 912–915.

2. Wilson D. B. Microbial diversity of cellulose hydrolysis // Curr. Opin. Microbiol. 2011. Vol. 14. N 3. P. 259–263.

3. Gupta P., Samant K., Sahu A. Isolation of cellulose-degrading bacteria and determination of their cellulolytic potential // Int. J. Microb. 2012. Vol. 2012: 578925.

4. Ventorino V., Ionata E., Birolo L., Montella S., Marcolongo L., de Chiaro A., Espresso F., Faraco V., Pepe O. Lignocellulose-adapted endo-cellulase producing Streptomyces strains for bioconversion of cellulose-based materials // Front. Microbiol. 2016. Vol. 7: 2061.

5. Zhang Y-H. P., Hong J., Ye X. Cellulase assays // Biofuels: Methods and Protocols, Methods in Molecular Biology, vol. 581 / Eds. J.R. Mielenz. Humana Press, 2009. P. 213–231.

6. McCarthy A. J., Williams S. T. Actinomycetes as agents of biodegradation in the environment – a review // Gene. 1992. Vol. 115. N. 1–2. P. 189–192.

7. Book A. J., Lewin G. R., McDonald B. R., Takasuka T. E., Doering D. T., Adams A. S., Blodgett J. V. A., Clardy J., Raffa K. F., Fox B. G., Currie C. R. Cellulolytic Streptomyces strains associated with herbivorous insects share a phylogenetically linked capacity to degrade lignocellulose // Appl. Environ. Microb. 2014. Vol. 80. N 15. P. 4692–4701.

8. Takasuka T. E., Book A. J., Lewin G. R., Currie C. R., Fox B.G. Aerobic deconstruction of cellulosic biomass by an insect-associated Streptomyces // Sci. Rep. 2013. Vol. 3: 1030.

9. Watanabe Y., Shinzato N., Fukatsu T. Isolation of actinomycetes from termites’ guts // Biosci. Biotech. Bioch. 2003. Vol. 67. N 8. P. 1797–1801.

10. Wachinger G., Bronnenmeier K., Staudenbauer W. L., Schrempf H. Identification of myceliumassociated cellulase from Streptomyces reticuli // Appl. Environ. Microb. 1989. Vol. 55. N 10. P. 2653–2657.

11. Semêdo L. T. A. S., Gomes R. C., Bon E. P. S., Soares R. M. A., Linhares L. F., Coelho R. R. R. Endocellulase and exocellulase activities of two Streptomyces strains isolated from a forest soil // Twenty-First Symposium on Biotechnology for Fuels and Chemicals. Applied Biochemistry and Biotechnology / Eds. M. Finkelstein and B. H. Davison. Totowa, N.J.: Humana Press, 2000. P. 267–276.

12. Chater K. F., Biro S., Lee K. J., Palmer T., Schrempf H. The complex extracellular biology of Streptomyces // FEMS Microbiol. Rev. 2010. Vol. 34. N 2. P. 171–198.

13. Pasti M. B., Belli M. L. Cellulolytic activity of Actinomycetes isolated from termites (Termitidae) gut // FEMS Microbiol. Lett. 1985. Vol. 26. N 1. P. 107–112.

14. Johnsen H. R., Krause K. Cellulase activity screening using pure carboxymethylcellulose: application to soluble cellulolytic samples and to plant tissue prints // Int. J. Mol. Sci. 2014. Vol. 15. N 1. P. 830–838.

15. Радченко А. Г. Обзор муравьев рода Camponotus (Hymenoptera, Formicidae) палеарктики. Введение. Подрод Camponotus s str // Зоол. журн. 1997. Т. 76. № 5. С. 554–564.

16. Zakalyukina Yu. V., Golichenkov M. V., Brovkina O. I., Putyatina T. S. Comparative study of actinomycete communities associated with Lasius niger and Formica cunicularia ants and their nests // Mosсow Univ. Biol. Sci. Bull. 2014. Vol. 69. N 3. P. 118–124.

17. Zakalyukina Yu. V., Biryukov M. V., Golichenkov M. V., Netrusov А. I. Phenotypic and phylogenetic characterization of actinomycetes isolated from Lasius niger and Formica cunicularia ants // Moscow. Univ. Biol. Sci. Bull. 2017. Vol. 72. N 1. P. 13–19.

18. Wood P. J., Erfle J. D., Teather R. M. Use of complex formation between Congo Red and polysaccharides in detection and assay of polysaccharide hydrolases // Methods in enzymology, vol. 160 / Eds. J. Abelson and M. Simon. Academic Press, 1988. P. 59–74.

19. Ghose T. K. Measurement of cellulase activities // Pure Appl. Chem. 1987. Vol. 59. N 2. P. 257–268.

20. Kruger N. J. The Bradford method for protein quantitation // The protein protocols handbook / Eds. J. M. Walker. Humana Press, 1994. P. 9–15.

21. Shirling E. B., Gottlieb D. Cooperative description of type cultures of Streptomyces // Int. J. Syst. Bacteriol. 1966. Vol. 16. N 3. P. 313–340.

22. Yu X., Liu Ya., Cui Yu., Cheng Q., Zhang Z., Lu J. H., Meng Q., Teng L., Ren X. Measurement of filter paper activities of cellulase with microplate-based assay // Saudi J. Biol. Sci. 2016. Vol. 23. N 1. Suppl. P. S93–S98.

23. Scott J. J., Oh D. C., Yuceer M. C., Klepzig K. D., Clardy J., Currie C. R. Bacterial protection of beetle-fungus mutualism // Science. 2008. Vol. 322. N 5898. P. 63.

24. Zakalyukina Y. V., Birykov M. V., Shiriaev D. I., Komarova E. S., Skvortsov D. A., Tashlitsky V. N., Polshakov V. I., Sergiev P. V., Osterman I. A. Nybomycinproducing streptomyces isolated from carpenter ant Camponotus vagus // Biochimie. 2019. Vol. 160. P. 93–99.

25. Osterman I. A., Wieland M., Maviza T. P., et al. Tetracenomycin X inhibits translation by binding within the ribosomal exit tunnel // Nat. Chem. Biol. 2020. Vol. 16. N 10. P. 1071–1077.

26. Baranova A. A., Chistov A. A., Tyurin A. P., Prokhorenko I. A., Korshun V. A., Biryukov M. V., Alferova V. A., Zakalyukina Y. V. Chemical ecology of Streptomyces albidoflavus strain A10 associated with carpenter ant Camponotus vagus // Microorganisms. 2020. Vol. 8. N 12: 1948.

27. Kaltenpoth M., Engl T. Defensive microbial symbionts in Hymenoptera // Funct. Ecol. 2014. Vol. 28. N 2. P. 315–327.