Краситель 10-N-нонилакридиновый оранжевый как флуоресцентный индикатор действия антисептика октенидина на мембраны хроматофоров Rhodobacter sphaeroides

Возрастающие объемы производимых антисептиков и дезинфектантов, которые широко применяются в медицине, ветеринарии, пищевой промышленности и быту, после использования могут представлять серьезную экологическую проблему. Ранее при изучении действия ряда антисептиков в микромолярных концентрациях мы выявили нарушения функционирования фотосинтетических мембран и выделенных из них фототрансформирующих пигмент-белковых комплексов у разных представителей фотосинтезирующих организмов. В настоящей работе для определения чувствительности фотосинтетических мембран к действию катионного антисептика октенидина использованы хроматофоры пурпурных несерных бактерий Rhodobacter sphaeroides, меченные флуоресцентным красителем 10-N-нонилакридиновым оранжевым (НАО). Показано, что связывание НАО с хроматофорами сопровождается сдвигом максимума излучения красителя от 525 к 640 нм. «Красная» флуоресценция связанного с хроматофорами НАО оказалась чувствительна к действию на фотосинтетические мембраны октенидина в возрастающих концентрациях. Установлены концентрации антисептика, при которых он приводит к деградации структур хроматофоров и изменению агрегатного состояния НАО, что можно обнаружить по усилению «зеленой» флуоресценции в спектрах излучения красителя. Обсуждаются свойства НАО в качестве флуоресцентного индикатора функционального состояния фотосинтетических мембран и потенциальных изменений, которые могут происходить в таких системах под влиянием катионного антисептика

1. Kampf G. Biocidal agents used for disinfection can enhance antibiotic resistance in gram-negative species. Antibiotics. 2018;7(4):e110.

2. Hübner N.O., Siebert J., Kramer A. Octenidine dihydrochloride, a modern antiseptic for skin, mucous membranes and wounds. Skin Pharmacol. Physiol. 2010;23(5):244–258.

3. Gilbert P., Moore L.E. Cationic antiseptics: diversity of action under a common epithet. J. Appl. Microbiol. 2005;99(4):703–715.

4. Boyce J.M. Quaternary ammonium disinfectants and antiseptics: tolerance, resistance and potential impact on antibiotic resistance. Antimicrob. Resist. Infect. Control. 2023;12(1):e32.

5. Kodama H., Hashimoto T., Tsuruoka M., Kido Y., Uyeda M., Shibata M. Microbial degradation of disinfectants. IV. Treatment by activated sludge of chlorhexidine. Eiseikagaku. 1988;34:408–413.

6. Tezel U., Pavlostathis S.G. Quaternary ammonium disinfectants: microbial adaptation, degradation and ecology. Curr. Opin. Biotechnol. 2015;33:296–304.

7. Keerthisinghe T.P., Nguyen L.N., Kwon E.E., Oh S. Antiseptic chlorhexidine in activated sludge: Biosorption, antimicrobial susceptibility, and alteration of community structure. J. Environ. Manage. 2019;237:629–635.

8. Östman M., Lindberg R.H., Fick J., Björn E., Tysklind M. Screening of biocides, metals and antibiotics in Swedish sewage sludge and wastewater. Water Res. 2017;115:318–328.

9. Linhartová L., Michalíková K., Šrédlová K., Cajthaml T. Biodegradability of dental care antimicrobial agents chlorhexidine and octenidine by ligninolytic fungi. Molecules. 2020;25(2):e400.

10. Lawrence J.R., Zhu B., Swerhone G.D.W., Topp E., Roy J., Wassenaar L.I., Rema T., Korber D.R. Community- level assessment of the effects of the broad-spectrum antimicrobial chlorhexidine on the outcome of river microbial biofilm development. Appl. Environ. Microbiol. 2008;74(11):3541–3550.

11. Li X., Brownawell B. J. Quaternary ammonium compounds in urban estuarine sediment environments – A class of contaminants in need of increased attention? Environ. Sci. Technol. 2010;44(19):7561–7568.

12. Strakhovskaya M.G., Lukashev E.P., Korvatovskiy B.N., Kholina E.G., Seifullina N.Kh., Knox P.P., Paschenko V.Z. The effect of some antiseptic drugs on the energy transfer in chromatophore photosynthetic membranes of purple nonsulfur bacteria Rhodobacter sphaeroides. Photosynth. Res. 2021;147(1):197–209.

13. Knox P.P., Lukashev E.P., Korvatovskiy B.N., Strakhovskaya M.G., Makhneva Z.K., Bol’shakov M.A., Paschenko V.Z. Disproportionate effect of cationic antiseptics on the quantum yield and fuorescence lifetime of bacteriochlorophyll molecules in the LH1RC complex of R. rubrum chromatophores. Photosynth. Res. 2022;153(1):103–112.

14. Paschenko V.Z., Lukashev E.P., Mamedov M.D., Korvatovskiy B.N., Knox P.P. Infuence of the antiseptic octenidine on spectral characteristics and energy migration processes in photosystem II core complexes. Photosynth. Res. 2023;155(1):93–105.

15. Paschenko V.Z., Lukashev E.P., Mamedov M.D., Gvozdev D.A., Knox P.P. Effect of cationic antiseptics on fluorescent characteristics and electron transfer in cyanobacterial photosystem I complexes. Photosynth. Res. 2023;159(2-3):241–251.

16. Liang C.-M., Hung C.-H., Hsu S.-C., Yeh I.-C. Purple nonsulfur bacteria diversity in activated sludge and its potential phosphorus-accumulating ability under different cultivation conditions. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2009;86(2):709–719.

17. Inmaculada M., Fernandez G., Ceccarelli D., Muscatello U. Use of the fluorescent dye 10-N-nonyl acridine orange in quantitative and location assays of cardiolipin: a study on different experimental models. Anal. Biochem. 2004;328(2):174–180.

18. Kaewsuya P., Danielson N.D., Ekhterae D. Fluorescent determination of cardiolipin using 10-N-nonyl acridine orange. Anal. Bioanal. Chem. 2007;387(8):2775–2782.

19. Mohr B., Shmilovich K., Kleinwachter I.S., Schneide D., Ferguson A.L., Bereau T. Data-driven discovery of cardiolipin-selective small molecules by computational active learning. Chem. Sci. 2022;13(16):4498–4511.

20. Knox P.P., Lukashev E.P., Korvatovskii B.N., Seifullina N.K., Goryachev S.N., Allakhverdiev E.S., Paschenko V.Z. Effect of dipyridamole on membrane energization and energy transfer in chromatophores of Rba. sphaeroides. Biochemistry (Mosc.). 2022;87(10):1138–1148.

21. Clayton R.K., Clayton B. J. B850 pigment-protein complex of Rhodopseudomonas sphaeroides: Extinction coefficients, circular dichroism, and the reversible binding of bacteriochlorophyll. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 1981;78(9):5583–5587.

22. Niederman R.A. Photosynthesis in the Purple Bacteria. Modern Topics in the Phototrophic Prokaryotes. Ed. P.C. Hallenbeck. Springer Intern. Publ. AG; 2017:193–224.

23. Gallet P.F., Maftah A., Petit J.-M., Denis-Gay M., Julien R. Direct cardiolipin assay in yeast using the red fluorescence emission of 10-N-nonyl acridine orange. Eur. J. Biochem. 1995;228(1):113–119.

24. Kaewsuya P., Danielson N. D., Ekhterae D. Fluorescent determination of cardiolipin using 10-N-nonyl acridine orange. Analyt. Bioanalyt. Chem. 2007;387(8):2775–2782.

25. Petit J.M., Huet O., Gallet P.F., Maftah A., Ratinaud M.H., Julien R. Direct analysis and significance of cardiolipin transverse distribution in mitochondrial inner membranes. Eur. J. Biochem. 1994;220(3):871–879.

26. Shenderovich I.G. The partner does matter: The structure of heteroaggregates of acridine orange in water. Molecules. 2019;24(15):e2816.

27. Almendro-Vedia V.G., García C., Ahijado- Guzmán R., de la Fuente-Herreruela D., Muñoz-Úbeda M., Natale P., Viñas M.H., Albuquerque R.Q., Guerrero- Martínez A., Monroy F., Pilar Lillo M., López-Montero. Supramolecular zippers elicit interbilayer adhesion of membranes producing cell death. Biochim. Biophys. Acta. General subjects. 2018;1862(12):2824–2834.

28. Cartron M.L., Olsen J.D., Sener M., Jackson P.J., Brindley A.A., Qian P., Dickman M.J., Leggett G.J., Schulten K., Hunter C.N. Integration of energy and electron transfer processes in the photosynthetic membrane of Rhodobacter sphaeroides. Biochim. Biophys. Acta. 2014;1837(10):1769–1780.

29. Nagatsuma S., Gotou K., Yamashita T., Yu L.-J., Shen J.-R., Madigan M.T., Kimura Y., Wang-Otomo Z.-Y. Phospholipid distributions in purple phototrophic bacteria and LH1-RC core complexes. Biochim. Biophys. Acta. 2019;1860(6):461–468.

30. Oliver P.M., Crooks J.A., Leidl M., Yoon E.J., Saghatelian A., Weibel D.B. Localization of anionic phospholipids in Escherichia coli cells. J. Bacteriol. 2014;196(19):3386–3398.

31. Mileykovskaya E., Dowhan W., Birke R.L., Zheng D., Lutterodt L., Haines T.H. Cardiolipin binds nonyl acridine orange by aggregating the dye at exposed hydrophobic domains on bilayer surfaces. FEBS Lett. 2001;507(2):187–190.

32. Gadde S., Batchelor E.K., Weiss J.P., Ling Y., Kaifer A.E. Control of H- and J-aggregate formation via host-guest complexation using cucurbituril hosts. J. Am. Chem. Soc. 2008;130(50):17114–17119.

33. Kholina E.G., Kovalenko I.B., Bozdaganyan M.E., Strakhovskaya M.G., Orekhov P.S. Cationic antiseptics facilitate pore formation in model bacterial membranes. J. Phys. Chem. B. 2020;124(39):8593–8600.

34. Malanovic N., Ön A., Pabst G., Zellner A., Lohner K. Octenidine: Novel insights into the detailed killing mechanism of Gram-negative bacteria at a cellular and molecular level. Int. J. Antimicrob. Agents. 2020;56(5):e106146.

35. Kholina E., Kovalenko I., Rubin A., Strakhovskaya M. Insights into the formation of intermolecular complexes of fluorescent probe 10-N-nonyl acridine orange with cardiolipin and phosphatidylglycerol in bacterial plasma membrane by molecular modeling. Molecules. 2023;28(4):e1929