Преодоление «разрыва в разрешении»: сочетание микроскопии сверхвысокого разрешения и криоэлектронной томографии для идентификации участков связывания митохондрий с виментином

Прогресс в фундаментальных исследованиях напрямую связан с появлением новых методов, которые не просто расширяют устоявшиеся классические представления, но могут дать информацию, меняющую их принципиально. По нашим данным, виментиновые филаменты, связываясь с митохондриями, определяют их распределение и подвижность в клетках, а также влияют на уровень их мембранного потенциала. Кроме того, в N-концевой части молекулы виментина имеется область, отвечающая за взаимодействие виментиновых филаментов с митохондриями, а схожие аминокислотные последовательности обнаружены и в других белках. Поскольку уже было показано прямое взаимодействие филаментов виментина с микротрубочками и филаментами актина, эти факты в совокупности позволили нам предположить, что связь отдельных компонентов цитоскелета друг с другом и с митохондриями не ограничивается взаимодействием через сшивающие и моторные белки. Виментин (а возможно, и другие белки промежуточных филаментов) может регулировать взаимодействие цитоскелета с митохондриями. Инновационное исследование, выполненное с использованием криоэлектронной томографии, принципиально изменившее наши представления о трехмерной структуре фила- ментов виментина, побудило нас использовать возможности метода криоэлектронной микроскопии, чтобы попытаться идентифицировать сайты связывания виментина с другими компонентами цитоскелета и митохондриями. Решить эту задачу принципиально возможно, если объединить микроскопию сверхвысокого разрешения и криоэлектронную томографию, что позволит преодолеть существующий «разрыв разрешения» и решить сопутствующие проблемы.

1. Nekrasova O.E., Mendez M.G., Chernoivanenko I.S., Tyurin-Kuzmin P.A., Kuczmarski E.R., Gelfand V.I., Goldman R.D., Minin A.A. Vimentin intermediate filaments modulate the motility of mitochondria. Mol. Biol. Cell. 2011;22(13):2282–2289.

2. Chernoivanenko I.S., Matveeva E.A., Gelfand V.I., Goldman R.D., Minin A.A. Mitochondrial membrane potential is regulated by vimentin intermediate filaments. FASEB J. 2015;29(3):820–827.

3. Schaedel L, Lorenz C, Schepers AV, Klumpp S, Köster S. Vimentin intermediate filaments stabilize dynamic microtubules by direct interactions. Nat. Commun. 2021;12(1):3799.

4. Esue O., Carson A.A., Tseng Y., Wirtz D. A direct interaction between actin and vimentin filaments mediated by the tail domain of vimentin. J. Biol. Chem. 2006;281(41):30393–30399.

5. Alieva I.B., Shakhov A.S., Dayal A.A., Churkina A.S., Parfenteva O.I., Minin A.A. Unique role of vimentin in the intermediate filament proteins family. Biochemistry (Mosc.). 2024;89(4):726–736.

6. Eibauer M., Weber M.S., Kronenberg-Tenga R., Beales C.T., Boujemaa-Paterski R., Turgay Y., Sivagurunathan S., Kraxner J., Köster S., Goldman R.D., Medalia O. Vimentin filaments integrate low-complexity domains in a complex helical structure. Nat. Struct. Mol. Biol. 2024;31(6):939–949.

7. Flemming W. Studien in der entwicklungsgeschichte der najaden. Sitzungsber. Akad. Wissensch. Wien. 1875;71:81–147.

8. Hertwig O. Beitrage zur kenntnis der bildung, befruchtung und theilung des thierischen eies. Morphol. Jb. 1875;1:347–434.

9. Van Beneden E. Recherches sur les Dicyemides, survivants actuels d’un embranchement des Mésozoaires. Bull. Acad. Roy. Méd. Belg. 1876;41:1160–1205.

10. Cheng J., Syder A.J., Yu Q.C., Letal A., Paller A.S., Fuchs E. The genetic basis of epidermolytic hyperkeratosis: A disorder of differentiation-specific epidermal keratin genes. Cell. 1992;70(5):811–819.

11. Chipev C.C., Korge B.P., Markova N., Bale S.J., Di- Giovanna J.J., Compton J.G., Steinert P.M. A leucine→proline mutation in the H1 subdomain of keratin 1 causes epidermolytic hyperkeratosis. Cell. 1992;70(5):821–828.

12. Côté F., Collard J.F., Julien J.P. Progressive neuronopathy in transgenic mice expressing the human neurofilament heavy gene: A mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Cell. 1993;73(1):35–46.

13. Di Somma S., De Divitiis O., Marotta M., Salvatore G., Cudemo G., Cuda G., De Vivo F., Di Benedetto M.P., Ciaramella F., Caputo G., de Divitiis O. Changes in myocardial cytoskeletal intermediate filaments and myocyte contractile dysfunction in dilated cardiomyopathy: An in vivo study in humans. Heart. 2000;84(6):659–667.

14. Battaglia R.A., Delic S., Herrmann H., Snider N.T. Vimentin on the move: new developments in cell migration. F1000Research. 2018;7:1796.

15. Müller M., Bhattacharya S.S., Moore T., Prescott Q., Wedig T., Herrmann H., Magin T.M. Dominant cataract formation in association with a vimentin assembly disrupting mutation. Hum. Mol. Genet. 2009;18(6):1052–1057.

16. Kim S.Y., Cho W., Kim I., Lee S.H., Oh G.T., Park Y.M. Oxidized LDL induces vimentin secretion by macrophages and contributes to atherosclerotic inflammation. J. Mol. Med. 2020;98(7):973–983.

17. Zeisberg M., Neilson E.G. Biomarkers for epithelial-mesenchymal transitions. J. Clin. Invest. 2009;119(6):1429–1437.

18. Eckes B., Dogic D., Colucci-Guyon E., Wang N., Maniotis A., Ingber D., Merckling A., Langa F., Aumailley M., Delouvée A., Koteliansky V., Babinet C., Krieg T. Impaired mechanical stability, migration and contractile capacity in vimentin-deficient fibroblasts. J. Cell Sci. 1998;111(Pt. 13):1897–1907.

19. Kulik A.V., Gioeva F.K., Minin A.A. Videomicroscopic studies of the movement of mitochondria. Russ. J. Dev. Biol. 2002;33(5):299–305.

20. Некрасова О.Е., Минин А.А., Кулик А.В., Минин А.А. Регуляция фибронектином формы и внутри- клеточного распределения митохондрий. Биол. мембр. 2005;22(2):58–65.

21. Кулик А.В., Некрасова О.Е., Минин А.А. Фибриллярный актин регулирует подвижность митохондрий. Биол. мембр. 2006;23(1):33–42.

22. Minin A.A., Kulik A.V., Gyoeva F.K., Li Y., Goshima G., Gelfand V.I. Regulation of mitochondria distribution by RhoA and formins. J. Cell Sci. 2006;119(Pt. 4):659–670.

23. Некрасова О.Е., Кулик А.В., Минин А.А. Протеинкиназа С регулирует подвижность митохондрий. Биол. мембр. 2007;24(2):126–131.

24. Morris R.L., Hollenbeck P.J. The regulation of bidirectional mitochondrial transport is coordinated with axonal outgrowth. J. Cell Sci. 1993;104(Pt. 3):917–927.

25. Chada S.R., Hollenbeck P.J. Mitochondrial movement and positioning in axons: the role of growth factor signaling. J. Exp. Biol. 2003;206(Pt. 12):1985–1992.

26. Dayal A.A., Medvedeva N.V., Minin A.A. N-terminal fragment of vimentin is responsible for binding of mitochondria in vitro. Biochemistry (Mosc.), Suppl. Ser. A: Membr. Cell Biol. 2022;16(2):151–157.

27. Dayal A.A., Medvedeva N.V., Nekrasova T.M., Duhalin S.D., Surin A.K., Minin A.A. Desmin interacts directly with mitochondria. Int. J. Mol. Sci. 2020;21(21):8122.

28. Tokuyasu K.T. A technique for ultracryotomy of cell suspensions and tissues. J. Cell Biol. 1973;57(2):551–565.

29. Robinson J.M., Takizawa T., Pombo A., Cook P.R. Correlative fluorescence and electron microscopy on ultrathin cryosections: bridging the resolution gap. J. Histochem. Cytochem. 2001;49(7):803–808.

30. Takizawa T., Suzuki K., Robinson J.M. Correlative microscopy using FluoroNanogold on ultrathin cryosections. Proof of principle. J. Histochem. Cytochem. 1998;46(10):1097–1102.

31. Pombo A., Hollinshead M., Cook P.R. Bridging the resolution gap: Imaging the same transcription factories in cryosections by light and electron microscopy. J. Histochem. Cytochem. 1999;47(4):471–480.

32. Betzig E., Patterson G.H., Sougrat R., Lindwasser O.W., Olenych S., Bonifacino J.S., Davidson M.W., Lippincott-Schwartz J., Hess H.F. Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution. Science. 2006;313(5793):1642–1645.

33. Rust M.J., Bates M., Zhuang X. Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (STORM). Nat. Methods. 2006;3(10):793–795.

34. Kaufmann R., Schellenberger P., Seiradake E., Dobbie I.M., Jones E.Y., Davis I., Hagen C., Grünewald K. Super-resolution microscopy using standard fluorescent proteins in intact cells under cryo-conditions. Nano Lett. 2014;14(7):4171–4175.

35. Liu B., Xue Y., Zhao W., Chen Y., Fan C., Gu L., Zhang Y., Zhang X., Sun L., Huang X., Ding W., Sun F., Ji W., Xu T. Three-dimensional super-resolution protein localization correlated with vitrified cellular context. Sci. Rep. 2015;5:13017.

36. Hoffman D.P., Shtengel G., Xu C.S., et al. Correlative three-dimensional super-resolution and block-face electron microscopy of whole vitreously frozen cells. Science. 367(6475):eaaz5357.

37. van den Dries K., Fransen J., Cambi A. Fluorescence CLEM in biology: historic developments and current super-resolution applications. FEBS Lett. 2022;596(19):2486–2496.