Активность белка-транспортера P-gp в макрофагах человека усиливает эффект легочного сурфактанта как активатора фагоцитоза

Легочный сурфактант – необходимый компонент респираторного отдела для реализации фагоцитоза альвеолярными макрофагами. Туберкулез легких сопровождается снижением выработки легочного сурфактанта и фагоцитарной функции макрофагов. Белок-транспортер P-gp (ген ABCB1) высокоэкспрессирован в клетках легких, экспортирует из них многочисленные субстраты. Встраивание P-gp в плазматическую мембрану изменяет ее характеристики. Целью настоящей работы стал анализ взаимосвязи между P-gp и фагоцитарной активностью макрофагов при воздействии экзогенного легочного сурфактанта. В работе применяли методы сканирующей электронной микроскопии (CЭМ) и конфокальной лазерной сканирующей микроскопии (КЛСМ), а также две модели, использующие культивируемые клетки человека: (1) провоспалительные макрофаги ТНР-1 (P-gp+), инфицированные Mycobacterium bovis Bacillus Calmette-Guérin (M. bovis BCG) (данная модель при действии сурфактанта рассматривается как модель альвеолярно-подобных макрофагов); (2) родительские клетки миелобластной лейкемии K562 (P-gp-) и клетки К562/i-S9 (P-gp+) с трансфицированным геном ABCB1, индуцированные к адгезии. На модели 1 выявлено, что добавление 1 мг/мл экзогенного легочного сурфактанта на 1 ч приводит к формированию многочисленных длинных филоподий, раффлов и фагоцитарных чаш, возрастанию фагоцитарного индекса в 1,7 раза. Это демонстрирует, что препарат сурфактанта является эффективным активатором фагоцитоза при инфицировании макрофагов. На модели 2 показано, что в присутствии P-gp значительно возрастает поверхностная активность клеток под действием экзогенного легочного сурфактанта, по сравнению с клетками без P-gp. Предполагается, что за счет взаимодействия между P-gp, белками комплекса ERM (эзрин, радиксин, моэзин) и актиновыми филаментами, клетки P-gp+ более подвержены активации клеточной поверхности и фагоцитозу, чем клетки P-gp-. В дальнейшем анализ особенностей реализации фагоцитоза инфицированными макрофагами в зависимости от активности P-gp может способствовать разработке новых препаратов, направленных на регуляцию фагоцитарной активности макрофагов.

1. Global tuberculosis report 2023. Geneva: World Health Organization; 2023. Licence: CC BY-NC-SA 3.0 IGO.

2. Lepekha L.N., Alexandrova E.A., Erokhina M.V. In vitro effects of pulmonary surfactant on macrophage morphology and function. Bull. Exp. Biol. Med. 2012;152(4):489–493.

3. Gordon S. Phagocytosis: an immunobiologic process. Immunity. 2016;44(3):463–475.

4. Mairinger S., Hernández-Lozano I., Filip T., Löbsch M., Stanek J., Zeitlinger M., Hacker M., Tournier N., Wanek T., Ehrhardt C., Langer O. Influence of P-glycoprotein on pulmonary disposition of the model substrate [11C] metoclopramide assessed by PET imaging in rats. Eur. J. Pharm. Sci. 2023;183:106404.

5. Pavlova E.N., Lepekha L.N., Rybalkina E.Yu., Tarasov R.V., Sychevskaya K.A., Voronezhskaya E.E., Masyutin A.G., Ergeshov A.E., Erokhina M.V. High and low levels of ABCB1 expression are associated with two distinct gene signatures in lung tissue of pulmonary TB patients with high inflammation activity. Int. J. Mol. Sci. 2023;24(19):14839.

6. Wishart D.S., Knox C., Guo A.C., Shrivastava S., Hassanali M., Stothard P., Chang Z., Woolsey J. Drugbank: a comprehensive resource for in silico drug discovery and exploration. Nucleic Acids Res. 2006;34(Database issue):D668–D672.

7. Wu Q., Hossfeld A., Gerberick A., Saljoughian N., Tiwari C, Mehra S, et al. Effect of Mycobacterium tuberculosis enhancement of macrophage P-glycoprotein expression and activity on intracellular survival during antituberculosis drug treatment. J. Infect. Dis. 2019;220(12):1989–1998.

8. Juvale I.I.A., Hamid A.A.A., Halim K.B.A., Has A.T.C. P-glycoprotein: new insights into structure, physiological function, regulation and alterations in disease. Heliyon. 2022;8(6):e09777.

9. Kobori T., Tameishi M., Tanaka C., Urashima Y., Obata T. Subcellular distribution of ezrin/radixin/moesin and their roles in the cell surface localization and transport function of P-glycoprotein in human colon adenocarcinoma LS180 cells. PLoS One. 2021;16(5):e0250889.

10. Mylvaganam S., Freeman S.A., Grinstein S. The cytoskeleton in phagocytosis and macropinocytosis. Curr. Biol. 2021;31(10):R619–R632.

11. Kurynina A.V., Erokhina M.V., Makarevich O.A., Sysoeva V.Yu., Lepekha L.N., Kuznetsov S.A., Onishchenko G.E. Plasticity of human THP–1 cell phagocytic activity during macrophagic differentiation. Biochemistry (Mosc.). 2018;83(3):200–214.

12. Erokhina M.V., Pavlova E.N., Tarasova E.K., Kurynina A.V., Potashnikova D.M., Lepekha L.N., Ergeshov A.E., Onishchenko G.E. Nanoparticles of lactic acid polymer with rifampicin decrease the P-gp multidrug transporter activity in human macrophages. Mosc. Univ. Biol. Sci. Bull. 2022;77(3):152–158.

13. Pavlova E.N., Erokhina M.V., Rybalkina E.Yu., Potashnikova D.M., Masyutin A.G., Lepekha L.N., Ergeshov A.E. The effect of rifampicin on the induction of MDR1/P-GP activity in proinflammatory human macrophages. Antibiot Khimioter. 2022;67(3–4):16–22.

14. Sadofsky L.R., Hayman Y.A., Vance J., Cervantes J.L., Fraser S.D., Wilkinson H.N., Williamson J.D., Hart S.P., Morice A.H. Characterisation of a new human alveolar macrophage-like cell line (DAiSy). Lung. 2019;197(6):687–698.

15. Mechetner E.B., Schott B., Morse B.S., Stein W.D., Druley T., Davis K.A., Tsuruo T., Roninson I.B. P-glycoprotein function involves conformational transitions detectable by differential immunoreactivity. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1997;94(24):12908–12913.

16. Radel S., Fredericks W., Mayhew E., Baker R. P-glycoprotein expression and modulation of cell-membrane morphology in adriamycin-resistant P388 leukemia cells. Cancer Chemother. Pharmacol. 1990;25(4):241–246.

17. Erokhina M.V., Shtil A.A., Shushanov S.S., Sidorova T.A., Stavrovskaya A.A. Partial restoration of the actin cytoskeleton in transformed Syrian hamster fibroblasts selected for low levels of ‘typical’ multidrug resistance. FEBS Lett. 1994;341(2–3):295–298.

18. Su L., Fu L., Li Y., Yang F., Zhang M., Hu D. Disruption of the association between drug transporter and actin cytoskeleton abolishes drug resistance in hypertrophic scar. Oncotarget. 2016;8(2):2617–2627.

19. Tsuruo T., Iida H. Effects of cytochalasins and colchicine on the accumulation and retention of daunomycin and vincristine in drug resistant tumor cells. Biochem. Pharmacol. 1986;35(7):1087–1090.

20. Takeshita H., Kusuzaki K., Ashihara T., Gebhardt M.C., Mankin H.J., Hirasawa Y. Actin organization associated with the expression of multidrug resistant phenotype in osteosarcoma cells and the effect of actin depolymerization on drug resistance. Cancer Lett. 1998;126(1):75–81.

21. Ogihara T., Mizoi K., Kamioka H., Yano K. Physiological roles of ERM proteins and transcriptional regulators in supporting membrane expression of efflux transporters as factors of drug resistance in cancer. Cancers. 2020;12(11):3352.

22. Yano K., Okabe C., Fujii K., Kato Y., Ogihara T. Regulation of breast cancer resistance protein and P-glycoprotein by ezrin, radixin and moesin in lung, intestinal and renal cancer cell lines. J. Pharm. Pharmacol. 2020;72(4):575–582.

23. Hirota K., Terada H. Molecular Regulation of Endocytosis. InTech; 2012. 414 pp.