ИССЛЕДОВАНИЕ ЖИЗНЕСПОСОБНОСТИ КУЛЬТИВИРУЕМЫХ КЛЕТОК ЧЕЛОВЕКА В СУСПЕНЗИИ

Успех клеточной терапии напрямую связан с жизнеспособностью трансплантируемых клеток. В ряде случаев клетки вводят в суспензии. Однако на данный момент не подобраны оптимальные условия для сохранения жизнеспособности клеток при приготовлении суспензионного клеточного трансплантата и при его хранении. Цель работы заключалась в поиске оптимальных условий для хранения суспензии клеток поднижнечелюстной слюнной железы, дифференцированных клеток поднижнечелюстной слюнной железы и дермальных фибробластов человека в физиологически совместимых растворах. В работе использовали стандартные методы выделения и культивирования клеток. Подсчет количества клеток осуществляли на автоматическом счетчике клеток BioRad, жизнеспособность клеток оценивали окрашиванием 4%-ным трипановым синим. В качестве биологически совместимых растворов тестировали фосфатно-солевой буфер, физиологический раствор для инъекций и 2%-ный раствор альбумина человека в фосфатно-солевом буфере. В результате работы было выявлено, что тестируемые клетки человека сохраняют жизнеспособность в суспензии во всех исследуемых растворах при +4°С и +25°С, как минимум в течение 24 ч. Наибольшая жизнеспособность клеток слюнной железы (более 50%) наблюдается в фосфатно-солевом буфере при обоих исследованных температурных режимах. Однако при +4°С клетки слюнной железы лучше сохраняют адгезивные и пролиферативные свойства после 24 ч инкубации в данных условиях. При тестировании фибробластов показано, что в физиологическом растворе клетки сохраняются в виде равномерной одноклеточной суспензии и практически не теряют жизнеспособности в течение 30 ч при +4°С. Добавление 2% альбумина снижает жизнеспособность фибробластов. Таким образом, на основании проведенных исследований рекомендовано хранить и транспортировать суспензию клеток поднижнечелюстной слюнной железы человека в фосфатно-солевом буфере при +4°С; фибробласты человека — в физиологическом растворе при +4°С.

1. FDA. Guidance for FDA reviewers and sponsors: content and review of chemistry, manufacturing, and control (CMC) information for human somatic cell therapy investigation

2. new drug applications (INDs) [электронный ресурс] // Rockville. 2009. URL: http://www.fda.gov (дата обращения: 22.06.2016).

3. FDA. Guidance for industry: cellular therapy for cardiac disease [электронный ресурс] // Rockville. 2009. URL: http://www.fda.gov (дата обращения: 22.06.2016).

4. Sohn H.S., Heo J.S., Kim H.S., Choi Y., Kim H.O. Duration of in vitro storage affects the key stem cell features of human bone marrow-derived mesenchymal stromal cells for clinical transplantation // Cytotherapy. 2013. Vol. 15. N 4. P. 460–466.

5. Chen Y., Yu B., Xue G., Zhao J., Li R.K., Liu Z., Niu B. Effects of storage solutions on the viability of human umbilical cord mesenchymal stem cells for transplantation // Cell Transplant. 2013. Vol. 22. N 6. P. 1075–1086.

6. Lee E.J., Lee S.A., Kim J. The effect of human serum albumin on the extended storage of human oral keratinocyte viability under mild hypothermia // Cryobiology. 2005. Vol. 50. N 1. P. 103–111.

7. Ehrlich H.P. Understanding experimental biology of skin equivalent: from laboratory to clinical use in patients with burns and chronic wounds // Am. J. Surg. 2004. Vol. 187. N 5. P. 29S–33S.

8. Munavalli G.S., Smith S., Maslowski J.M., Weiss R.A. Successful treatment of depressed, distensible acne scars using autologous fibroblasts: a multi-site, prospective, double blind,

9. placebo-controlled clinical trial // Dermatol. Surg. 2013. Vol. 39. N 8. P. 1226–1236.

10. Petrof G., Abdul-Wahab A., McGrath J.A. Cell therapy in dermatology // Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2014. Vol. 4. N. 6. a015156.

11. Jang S.I., Ong H.L., Gallo A., Liu X., Illei G., Alevizos I. Establishment of functional acinar-like cultures from human salivary glands // J. Dent. Res. 2015. Vol. 94. N 2. P. 304–311.

12. Шубникова Е.А., Погодина Л.С. Компенсаторная функция слюнных подчелюстных желез при диабете и возможность ее стимуляции изопротеренолом // Онтогенез. 2000. Т. 31. № 6. С. 476–480.

13. Hisatomi Y., Okumura K., Nakamura K., Matsumoto S., Satoh A., Nagano K., Yamamoto T., Endo F. Flow cytometric isolation of endodermal progenitors from mouse salivary gland differentiate into hepatic and pancreatic lineages // Hepatology. 2004. Vol. 39. N 3. P. 667–675.

14. Baek H., Noh Y.H., Lee J.H., Yeon S.I., Jeong J., Kwon H. Autonomous isolation, long-term culture and differentiation potential of adult salivary gland-derived stem/ progenitor cells // J. Tissue Eng. Regen. Med. 2012. Vol. 8. N 9. P. 717–727.

15. Okumura K., Shinohara M., Endo F. Capability of tissue stem cells to organize into salivary rudiments // Stem cells international. 2012. DOI: 10.1155/2012/502136.

16. Petrakova O.S., Terskikh V.V., Chernioglo E.S., Ashapkin V.V., Bragin E.Y., Shtratnikova V.Y., Gvazava I.G., Sukhanov Y.V., Vasiliev A.V. Comparative analysis reveals similarities between cultured submandibular salivary gland cells and liver progenitor cells // Springerplus. 2014. Vol. 9. N 3. 183.