Молекулярный анализ новых крымских изолятов вируса оспы сливы

Проведен молекулярный анализ новых изолятов вируса оспы сливы (Plum pox virus, PPV), обнаруженных в генофондовых коллекциях персика, абрикоса и сливы Никитского ботанического сада – Национального научного центра РАН (НБС), а также на дикорастущих деревьях алычи на прилегающей территории. Методами иммуноферментного анализа и полимеразной цепной реакции с обратной транскрипцией выявлено 19 новых изолятов PPV. Большинство принадлежало к штамму D; найдено также по одному изоляту штаммов Rec и М. Секвенированы 3’-концевые последовательности генома новых изолятов, включающие ген белка оболочки (БО) и примыкающие последовательности гена NIb и 3’-нетранслируемого региона. При филогенетическом анализе этих последовательностей изоляты PPV-D распределялись в несколько кластеров или клад. Средний уровень дивергенции между последовательностями крымских изолятов PPV-D составил 2,0%. Сравнительно высокий уровень генетической изменчивости указывает на давнюю интродукцию предков нынешних изолятов PPV-D в НБС. Изолят Н23, выявленный в коллекции абрикоса, принадлежал к штамму М. Это первое обнаружение PPV-M в Крыму. Изолят AL-Ch (штамм Rec) обнаружен на дикорастущей алыче. В БО изолята К87 (штамм D) обнаружена мутация К59Т, которая препятствует его распознаванию PPV-D-специфичными моноклональными антителами 4DG5. В БО Al-Ch и охарактеризованных ранее изолятов K28 и Kisl-1pl (штамм Rec) обнаружены аминокислотные замены в позиции 68, которые не влияли на распознавание этих изолятов моноклональными антителами AL. По-видимому, позиция 68 находится за пределами PPV-M/Rec-специфичного эпитопа. Результаты работы показывают, что, по всей вероятности, PPV проник в НБС с зараженным материалом косточковых культур в результате нескольких независимых интродукций из различных регионов мира и распространился по насаждениям тлями.

1. Cambra M., Boscia D., Myrta A., Llacer G. Plum pox virus and estimated cost associated with Sharka disease // Bull. OEPP/EPPO Bull. 2006. Vol. 36. N 2. P. 202–204.

2. Revers F., Garcia J.A. Molecular biology of potyviruses // Adv. Virus Res. 2015. Vol. 92. P. 101–199.

3. Rimbaud L., Dallot S., Gottwald T., Decroocq V., Jacquot E., Soubeyrand S., Thebaud G. Sharka epidemiology and worldwide management strategies: learning lessons to optimize disease control in perennial plants // Annu. Rev. Phytopathol. 2015. Vol. 53. P. 17.1–17.22.

4. Garcia J.A., Glasa M., Cambra M., Candresse T. Plum pox virus and sharka: a model potyvirus and a major disease // Mol. Plant Pathol. 2014. Vol. 15. N 3. P. 226–241.

5. Mitrofanova I., Mitrofanova O., Chirkov S., Lesnikova-Sedoshenko N., Chelombit S. Detection and identification of Plum pox virus on Prunus species in Crimea // Agriculture and Forestry. 2015. Vol. 61. N 4. P. 197–204.

6. Chirkov S., Ivanov P., Sheveleva A., Kudryavtseva A., Prikhodko Y., Mitrofanova I. Occurrence and characterization of plum pox virus strain D isolates in European Russia and Crimea // Arch. Virol. 2016. Vol. 161. N 2. P. 425–430.

7. Mitrofanova I.V., Mitrofanova O.V., Lesnikova-Sedoshenko N.P., Ivanov P.A., Sheveleva A.A., Chirkov S.N. Three highly divergent groups of Plum pox virus strain D isolates coexist in stone-fruit plantings of Nikita Botanical Gardens, Crimea // Acta Hortic. 2017. Vol. 1163. P. 117–122.

8. Chirkov S., Ivanov P., Sheveleva A., Kudryavtseva A., Mitrofanova I. Molecular characterizarion of Plum pox virus Rec isolates from Russia suggests a new insight into evolution of the strain // Virus Genes. 2018. Vol. 54. N 2. P. 328–332.

9. Wetzel T., Candresse T., Macquaire G., Ravelonandro M., Dunez J. A highly sensitive immunocapture polymerase chain reaction method for Plum pox virus detection // J. Virol. Meth. 1992. Vol. 39. N 1–2. P. 27–37.

10. Olmos A., Cambra M., Dasi M.A., Candresse T., Esteban O., Gorris M.T., Asensio M. Simultaneous detection and typing of Plum pox potyvirus (PPV) isolates by heminested PCR and PCR-ELISA // J. Virol. Meth. 1997. Vol. 68. N 2. P. 127–137.

11. Šubr Z., Pittnerova S., Glasa M. A simplified RT-PCR-based detection of recombinant Plum pox virus isolates // Acta Virologica. 2004. Vol. 48. N 3. P. 173–176.

12. Wallis C.M., Stone A.L., Sherman D.J., Damsteegt V.D., Gildow F.E., Schneider W.L. Adaptation of plum pox virus to a herbaceous host (Pisum sativum) following serial passages // J. Gen. Virol. 2007. Vol. 88. N 10. P. 2839–2845.

13. Matic S., Elmaghrabi I., Law V., Varga A., Reed C., Myrta A., James D. Serological and molecular characterization of isolates of Plum pox virus strain El Amar to better understand its diversity, evolution, and unique geographic distribution // J. Plant Pathol. 2011. Vol. 93. N 2. P. 303–310.

14. Kumar S., Stecher G., Tamura K. MEGA7: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 7.0 for Bigger Datasets // Mol. Biol. Evol. 2016. Vol. 33. N 7. P. 1870–1874.

15. Boscia D., Zeramdini H., Cambra M., Potere O., Gorris M.T., Myrta A., Di Terlizzi B., Savino V. Production and characterization of a monoclonal antibody specific to the M serotype of plum pox potyvirus // Eur. J. Plant Pathol. 1997. Vol. 103. N 5. P. 477–480.

16. Cambra M., Asensio M., Gorris M.T., Perez E., Camarasa T., Garcia J.A., Moya J.J., Lopez-Abella D., Vela C., Sanz A. Detection of plum pox potyvirus using monoclonal antibodies to structural and non-structural proteins // Bull. OEPP/EPPO Bull. 1994. Vol. 24. N 3. P. 569–577.

17. Schneider W.L., Damsteegt V.D., Gildow F.E., Stone A.L., Sherman D.J., Levy L.E., Mavrodieva V., Richwine N., Welliver R., Luster D.G. Molecular, ultrastructural, and biological characterization of Pennsylvania isolates of Plum pox virus // Phytopathology. 2011. Vol. 101. N 5. P. 627–636.

18. Dallot S., Glasa M., Jevremovic D., Kamenova I., Paunovic S., Labonne G. Mediterranean and central-eastern European countries host viruses of two different clades of Plum pox virus strain M // Arch. Virol. 2011. Vol. 156. N 3. P. 539–542.

19. Gurсan K., Teber S., Caglayan K. Further investigation of a genetically divergent group of plum pox virus-M strain in Turkey // J. Plant Pathol. 2019. Vol. 101. N 2. P. 385–391.

20. Candresse T., Saenz P., Garcia J. A., Boscia D., Navratil M., Gorris M.T., Cambra M. Analysis of the epitope structure of Plum pox virus coat protein // Phytopathology. 2011. Vol. 101. N 5. P. 611–619.

21. Matic S., Rwahnih M., Myrta A. Diversity of Plum pox virus isolates in Bosnia and Herzegovina // Plant Pathol. 2006. Vol. 55. N 1. P. 11–17.

22. Glasa M., Palkovics L., Kominek P., Labonne G., Pittnerova S., Kudela O., Candresse T., Subr Z. Geographically and temporally distant natural recombinant isolates of Plum pox virus (PPV) are genetically very similar and form a unique PPV subgroup // J. Gen. Virol. 2004. Vol. 85. N 9. P. 2671–2681.

23. Gurcan K., Teber S., Candresse T. Genetic analysis suggests a long and largely isolated evolutionary history of plum pox virus strain D in Turkey // Plant Pathol. 2020. Vol. 69. N 2. P. 370–378.

24. Приходько Ю.Н., Живаева Т.С., Шнейдер Ю.А. Скрининговые методы выявления комплекса штаммов вируса шарки слив (PPV) // Садоводство и виноградарство. 2019. № 1. C. 36–42.