NADPH-оксидаза модулирует Са²⁺-зависимое образование нейтрофильных внеклеточных ловушек

Хроническая гранулематозная болезнь (ХГБ) представляет собой тяжелый наследственный иммунодефицит, при котором пациенты страдают от рецидивирующих бактериальных и грибковых инфекций, а также аберрантных воспалительных процессов. Фенотип ХГБ обусловлен дефицитом фагоцитарной NADPH-оксидазы, приводящим к неспособности фагоцитов образовывать активные формы кислорода (АФК). Такие фагоциты ограничены в возможности осуществлять фагоцитоз, дегрануляцию, а также образование нейтрофильных внеклеточных ловушек (NET) в ответ на многие рецепторные и фармакологические стимулы. Однако образование ловушек нейтрофилами пациентов с ХГБ в ответ на кальциевые ионофоры было описано нами в предыдущей работе. В ряде работ было показано, что дефицитные по NADPH-оксидазе нейтрофилы не только не могут генерировать АФК, но и благодаря отсутствию электрогенной функции фермента и деполяризации мембраны при активации имеют существенные нарушения притока внеклеточного Ca²⁺ и, как следствие, множественные отклонения в синтезе провоспалительных цитокинов. В настоящей работе мы показали, что образование нейтрофильных ловушек дефицитными по NADPH-оксидазе нейтрофилами в ответ на кальциевый ионофор А23187 сопровождается избыточным накоплением внутриклеточного Ca²⁺. Такое нарушение мы объясняем отсутствием электрогенной функции мутантной NADPHоксидазы, которая в норме вызывает деполяризацию плазматической мембраны. Результаты указывают на важную функцию фагоцитарной NADPH-оксидазы как модулятора транспорта внеклеточного Ca²⁺ и могут быть использованы для поиска средств борьбы с таким заболеванием, как ХГБ.

1. Segal A.W. The NADPH oxidase and chronic granulomatous disease // Mol. Med. Today. 1996. Vol. 2. N 3. P. 129–135.

2. Leto T.L. The respiratory burst oxidase // Inflammation basic principles and clinical correlates / Eds. J.I. Gallin and R. Snyderman. Philadelphia: Lippincott Williams and Wilkins, 1999. P. 769–787.

3. Scharff O., Foder B. Regulation of cytosolic calcium in blood cells // Physiol. Rev. 1993. Vol. 73. N 3. P. 547–582.

4. Mikoshiba K. Role of IP3 receptor signaling in cell functions and diseases // Adv. Biol. Regul. 2015. Vol. 57. P. 217–227.

5. Clemens R.A., Lowell C.A. CRAC channel regulation of innate immune cells in health and disease // Cell. Calcium. 2019. Vol. 78. P. 56–65.

6. Geiszt M., Kapus A., Német K., Farkas L., Ligeti E. Regulation of capacitative Ca2+ influx in human neutrophil granulocytes. Alterations in chronic granulomatous disease // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272. N 42. P. 26471–26478.

7. Geiszt M., Kapus A., Ligeti E. Chronic granulomatous disease: more than the lack of superoxide? // J. Leukoc. Biol. 2001. Vol. 69. N 2. P. 191–196.

8. Brinkmann V., Reichard U., Goosmann C., Fauler B., Uhlemann Y., Weiss D.S., Weinrauch Y., Zychlinsky A. Neutrophil extracellular traps kill bacteria // Science. 2004. Vol. 303. N 5663. P. 1532–1535.

9. Steinberg B.E., Grinstein S. Unconventional roles of the NADPH oxidase: signaling, ion homeostasis, and cell death // Sci. STKE. 2007. Vol. 2007. N 379. P. pe11.

10. Metzler K.D., Goosmann C., Lubojemska A., Zychlinsky A., Papayannopoulos V. A myeloperoxidasecontaining complex regulates neutrophil elastase release and actin dynamics during NETosis // Cell. Rep. 2014. Vol. 8. N 3. P. 883–896.

11. Pinegin B., Vorobjeva N., Pinegin V. Neutrophil extracellular traps and their role in the development of chronic inflammation and autoimmunity // Autoimmun. Rev. 2015. Vol. 14. N 7. P. 633–640.

12. Neeli I., Radic M. Opposition between PKC isoforms regulates histone deimination and neutrophil extracellular chromatin release // Front. Immunol. 2013. Vol. 4: 38.

13. Fuchs T.A., Abed U., Goosmann C., Hurwitz R., Schulze I., Wahn V., Weinrauch Y., Brinkmann V., Zychlinsky A. Novel cell death program leads to neutrophil extracellular traps // J. Cell. Biol. 2007. Vol. 176. N 2. P. 231–241.

14. Vorobjeva N., Galkin I., Pletjushkina O., Golyshev S., Zinovkin R., Prikhodko A., Pinegin V., Kondratenko I., Pinegin B., Chernyak B. Mitochondrial permeability transition pore is involved in oxidative burst and NETosis of human neutrophils // Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 2020. Vol. 1866. N 5: 165664.

15. Douda D.N., Khan M.A., Grasemann H., Palaniyar N. SK3 channel and mitochondrial ROS mediate NADPH oxidase-independent NETosis induced by calcium influx // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2015. Vol. 112. N 9. P. 2817–2822.

16. Vorobjeva N., Prikhodko A., Galkin I., Pletjushkina O., Zinovkin R., Sud’ina G., Chernyak B., Pinegin B. Mitochondrial reactive oxygen species are involved in chemoattractant- induced oxidative burst and degranulation of human neutrophils in vitro // Eur. J. Cell. Biol. 2017. Vol. 96. N 3. P. 254–265.

17. Vorobjeva N.V., Pinegin B.V. Effects of the antioxidants Trolox, Tiron and Tempol on neutrophil extracellular trap formation // Immunobiology. 2016. Vol. 221. N 2. P. 208–219.

18. Mahomed A.G., Anderson R. Activation of human neutrophils with chemotactic peptide, opsonized zymosan and the calcium ionophore A23187, but not with a phorbol ester, is accompanied by efflux and store-operated influx of calcium // Inflammation. 2000. Vol. 24. N 6. P. 559–569.

19. Fasolato C., Pozzan T. Effect of membrane potential on divalent cation transport catalyzed by the “EIectroneutral” ionophores A23187 and ionomycin // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264. N 33. P. 19630–19636.

20. Gupta A.K., Giaglis S., Hasler P., Hahn S. Efficient neutrophil extracellular trap induction requires mobilization of both intracellular and extracellular calcium pools and is modulated by cyclosporine A // PLoS One. 2014. Vol. 9: e97088.

21. Song Z., Huang G., Chiquetto Paracatu L., Grimes D., Gu J., Luke C.J., Clemens R.A., Dinauer M.C. NADPH oxidase controls pulmonary neutrophil infiltration in the response to fungal cell walls by limiting LTB4 // Blood. 2020. Vol. 135. N 12. P. 891–903.